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Aktuelles zu Acinetobacter baumannii

Yvonne PfeiferYvonne Pfeifer

FG13 Nosokomiale Infektionserreger und AntibiotikaresistenzenFG13 Nosokomiale Infektionserreger und Antibiotikaresistenzen

Robert KochRobert Koch--Institut, Bereich WernigerodeInstitut, Bereich Wernigerode

Fachtagung Krankenhaushygiene 2014Prävention Nosokomialer Infektionen und Umgang mit

multiresistenten Erregern

Halle (Saale), 30. April 2014Halle (Saale), 30. April 2014

Yvonne Pfeifer 2

Acinetobacter

Fachtagung Krankenhaushygiene , 30.04.2014, Halle (Saale)

Gram-negative, Oxidase-negative, aerobe Bakterien

A. baumannii

„Nonfermenter“ (Glukosestoffwechsel)

Nicht wirklich „akinetisch“: Bewegung entlang feuchter Oberflächen (Pili-vermittelt) möglich

Ordnung Pseudomonadales

Biofilmbildner und hohe „Umweltresistenz“

A. baumannii; RKI EpiBull 32/2013

humanpathogene Spezies: die Acinetobacter baumannii-Gruppe

A. baumannii

A. pittii (Genom-Spezies 3)A. nosocomialis (Genom-Spezies 13TU)

Wundinfektionen, Bakteriämie, Sepsis,Atemwegsinfektionen, PneumonieHarnwegsinfektionen

Risiko Multiresistenz: Behandlungsoptionen stark eingeschränkt

Yvonne Pfeifer 3Fachtagung Krankenhaushygiene , 30.04.2014, Halle (Saale)

Prävalenz und klinische Relevanz

Regionale Unterschiede: Nordamerika und Westeuropa 4-5 %, Osteuropa und Asien 17-19 %

In tropische /subtropischen Gebieten häufigster Keim auf Intensivstationen (in Deutschland nur ca. 2% Prävalenz auf IST)

Mediale Aufmerksamkeit für die Problematik: A. baumannii als häufiger (>30%) Verursacher von Wundinfektionen bei US-Soldaten nach Einsätzen in Irak und Afghanistan „Iraqibacter“

9 % aller Infektionen aus Intensivstationen weltweit durch Acinetobacter spp. verursacht

In Deutschland jährlich einzelne Ausbruchsgeschehen durch multiresistente A. baumannii

Pathogenität und Virulenz von A. baumannii sind wenig erforscht und werden kontrovers diskutiert, da von A. baumannii betroffene Patienten zumeist stark immungeschwächt sind (Polytrauma, chron. Erkrankungen, Transplantation)Studien zeigen erhöhte Mortalität bei Intensivpatienten bei Infektionen mit multiresistenten A. baumannii Vardakas KZ et al. 2013; Shorr AF 2009

Vincent JL et al. 2009

Llaca-Diaz JM et al. 2012; ECDC 2012

Griffith ME et al. 2006

Kohlenberg A et al. JMM 2009; Messler S et al. HygMed 2012

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Problem Spezies-Identifikation


Gram-Färbung: liefert keine zuverlässigen Ergebnisse

Biochemische Identifikation (z.B. Automatensysteme): Identifikation nicht bis auf Spezies-Ebene möglich: A.-calcoaceticus-A.-baumannii-Komplex (ACB-Komplex)

Kultivierung und Anreicherung: einfach auf Acinetobacter spp.-Selektivnährböden

Ajao AO et al. 2009

A. baumannii, A. pittii, A. calcoaceticus, A. nosocomialis

MALDI-TOF MS:

A. baumannii Detektion gut, andere Acinetobacter-Spezies schlecht(Mit MP-PCR+ ESI-MS aber volle Identifikation möglich) Alvarez-Buylla A et al. 2012;

Espinal P et al. 2012

Sequenzierung rpoB-Locus � A. baumannii

PCR blaOXA-51like � A. baumannii

MP-PCR gyrB � A. baumannii

PCR (+ Sequenzierung):

Turton JF et al. 2006; Kalmovit W et al. 2014

Gundi VA et al. 2009

Higgins PG et al. 2010

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Resistenzdichte – multiresistente Erreger (MRE)

0

2

4

6

8

10

2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011

MR

E p

er

10

00

pa

tie

nt

da

ys

3GC resistant E. coli

3GC resistant K. pneumoniae

Imipenem resistant A. baumannii

Vancomycin resistant E. faecium

MRSA

Abbildung: Charité Universitätsmedizin Berlin, Frau Dr. Meyer (SARI)

http://sari.eu-burden.info/


Yvonne Pfeifer 6

Antibiotika RResistenz Surveillance Germany - ARS

Resistenzraten Krankenhäuser (Alle Stationen)

https://ars.rki.de


A.b. PIP/TAZ-resistent Total

n % n

Jahr 2012 225 17,2 1306

Jahr 2011 256 19,1 1338

Jahr 2010 192 13,9 1379

Jahr 2009 108 9,9 1095

Jahr 2008 70 8,5 819

A.b. CIP-resistent Total

n % n

Jahr 2012 335 19,1 1752

Jahr 2011 298 22,0 1355

Jahr 2010 296 21,3 1391

Jahr 2009 228 20,7 1103

Jahr 2008 251 30,4 825

A.b. Imipenem-resistent Total

n % n

Jahr 2012 155 9,0 1713

Jahr 2011 132 10,2 1299

Jahr 2010 105 8,0 1316

Jahr 2009 48 4,5 1063

Jahr 2008 38 4,8 795

Zunahme von 4MRGN

(KRINKO-Definition, BGBL 10/2012)

Deutlich höhere Resistenzraten auf Intensivstationen (z.B. 15% für Imipenem)

Zunahme der Berichte über Auftreten panresistenter A. baumannii (Resistenz auch gegen Tigecyclin und Colistin)

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β-Laktamasen und A. baumannii

TEM-1 �� zunächst in E. coli, später auch in A. baumannii

Extended-Spectrum β-Lactamases (ESBL)

Ursprung

Enterobacteriaceae: TEM-ESBL, SHV-ESBL; CTX-M-ESBL

β-Laktam-hydrolysierende Enzyme, z.B. A.baumannii AmpC-β-Laktamase

Resistenz gegen Aminoacylpenicilline (Ampicillin)

1., 3., 4. Gen. Cephalosporine (Cefotaxim, Cefpodoxim,

Ceftazidim, Cefepim)

Monobactame (Aztreonam)

Empfindlich gegenüber Cephamycinen (z.B. Cefoxitin) und Carbapenemen (Imipenem, Meropenem)

ESBL-Inhibitoren: Clavulansäure, Sulbactam, Tazobactam

ESBL-Phänotyp

ESBL in A. baumannii: PER, GES, VEB

IS26IS903

(a)

Tra

J

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IroN Tn1721

KikA

KorB

Ccg

EIII

Tra

L

Stb

B

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iterons

resP

MucB

IS1

44.213 kb44.213 kb

Stb

C

ISEcp1

KorA

Tn5051

(b)

Orf

D

Tra

A

Ccg

AII

CcgA

I

5000

100

00

1500

0

20000

25000

30

000

35000

40000

Ard

R

Ccg

D

blaCTX-M-65

� Ab 1965: Nachweis plasmidaler β-Laktamasen (Penicillinasen)

Definition

� Ab 1983: Nachweis von Cephalosporinasen


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Carbapenemasen und A. baumannii

KPC „Klebsiella pneumoniae Carbapenemase“ überwiegend in K. pneumoniae

Import aus „Endemiegebieten“ (z.B. Griechenland, Israel, USA)

VIM

NDM-1

OXA-48 bisher nur in Enterobacteriaceae (Import überwiegend aus Türkei, Nordafrika)

OXA-23

OXA-72

OXA-58

OXA-51+ISAba1

Metallo-Beta-Laktamasen (MBL)

Einzelfälle in A. baumannii

Sehr häufig und weltweit verbreitet in A. baumannii

In den letzten 10 Jahren ca. 300 Publikationen zu Carbapenemase-bildenden A. baumannii � steigende Tendenz

„Verona-Imipenemase“ in A. baumannii, P. aeruginosa und Enterobacteriaceae mäßig häufig

„Neu-Delhi-Metallo-Beta-Laktamase“ in A. baumannii und Enterobacteriaceae mäßig häufig

IMP A. baumannii, P. aeruginosa und Enterobacteriaceae, mäßig häufig

GIM „German Imipenemase“ A. pittii, P. aeruginosa, Enterobacteriaceae


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Carbapenemase-Diagnostik

Fachtagung Krankenhaushygiene , 30.04.2014, Halle (Saale)Yvonne Pfeifer

Mod. Hodge-Test

E. coli -ReferenzstammCarbapenem-sensitiv

K. pneumoniae

Carbapenem-sensitivK. pneumoniae

Carbapenemase

Bildner

Modified Hodge Test

- allg. Nachweis von Carbapenemase-Bildung (KPC, MBL, insbesondere OXA-48)

- für epidemiologische Zwecke (Ausbruchsmanagement) geeignet

- falsch positive Ergebnisse (z.B. bei AmpC-Bildung) möglich

Disks:

ImipenemMeropenem

Ertapenem

Girlich, D., Poirel, L., Nordmann, P., 2012. Value of the modified Hodge test for detection of emerging carbapenemases in Enterobacteriacae. J. Clin. Microbiol. 50, 477-479.

K. pneumoniae

Carbapenem-resistent aber kein Carbapenemase-Bildner

Yvonne Pfeifer 10

Dortet L, Poirel L, Errera C, Nordmann P. CarbAcineto NP test for rapid detection of carbapenemase-producers in Acinetobacter

spp. J Clin Microb. 2014

Carbapenemase-Diagnostik


Carvalhaes CG et al. Detection of carbapenemase activity directly from blood culture vials using MALDI-TOF MS: a quick answer for the right decision. J Antimicrob Chemother. 2014 Apr 9

Molekulare Diagnostik: PCR-Detektion (+Sequenzierung) der Carbapenemase-Gene

MALDI-TOF MS: Detektion der Carbapenem-Hydrolyse durch Carbapenemasen

Indikator-Test: Detektion der Carbapenem-Hydrolyse durch Carbapenemasen

Kombinationstest: Hemmung der Carbapenemasen durch Enzym-Inhibitoren

Disk-Test: 1 Meropenem2 Meropenem + MBL-Inhibitor (EDTA)

4 Meropenem + AmpC-Inhibitor (Cloxacillin)

3 Meropenem + KPC-Inhibitor (Borsäure)

„KPC/MBL/AmpC ID-Test“ (Rosco Diagn.); „Carba-Disk Test“ D70C (MAST)

! Ca. 95% der Carbapenem-resistenten A. baumannii bilden eine Carbapenemase !

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Dient der Stamm-Identifikation/Erregertypisierung/Ausbruchsanalyse

Verbreitung des Resistenzgens

Lage der Carbapenemase-Gene innerhalb von Transposons mit vorgeschalteten Insertionssequenzen (z.B. ISAba1) auf konjugativen Plasmiden

Ausbreitung von Resistenz-

Plasmiden zwischen

verschiedenen Spezies

BA

A Donor

B Rezipient

Ausbreitung von Resistenz-

Plasmiden zwischen

verschiedenen Spezies

BA

A Donor

B Rezipient

Klonale Verbreitung

b) Natürliche Kompetenz

Laufnahme „nackter“ DNA und Einbau in das Chromosom führt zum Erwerb von Reistenzgenen und Ausbildung von Resistenzen

a) Horizontaler Gentransfer (HGT)

Verbreitung bestimmter (multiresistenter) A. baumannii-Stämme (Klone) auf regionaler Ebene (Krankenhaus) oder überregional (weltweite Klonale Linien)

Methodik: ApaI-Makrorestriktion der DNA und Pulsfeld-Gelelektrophorese PFGE)


A. baumannii Verwandtschaftsanalyse



76.8 kb

668.9 kb

452.7 kb398.4 kb

336.5 kb310.1 kb

244.4 kb

216.9 kb

173.4 kb

138.9 kb

104.5 kb

78.2 kb

54.7 kb

33.3 kb28.8 kb20.5 kb

167.1 kb

1135 kb

21 3 54 6 9M 7 8 10

668.9 kb

452.7 kb398.4 kb

336.5 kb310.1 kb

244.4 kb

216.9 kb

173.4 kb

138.9 kb

104.5 kb

78.2 kb

54.7 kb

33.3 kb28.8 kb20.5 kb

167.1 kb

1135 kb

Klinik

Pulsotype gg a aa a bb b b dc d db

JH A AA A B B H CC C CD

blaOXA-23 + Tn2006blaOXA-23 + Tn2008

76.8 kb

1312 14 M1511

K

ApaI-Makrorestriktionsmuster OXA-23 Carbapenemase-bildender A. baumannii

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Typisierung mittels MP-PCR: Identifikation Europäischer Klonaler Linien (EUI-III)

Dennoch ist die Unterscheidung Ausbruchsisolat/Nicht-Ausbruchsisolat schwierig über die Zeit verfolgbar, bedingt durch hohe Klonalität, d.h. weite Verbreitung erfolgreicher Stämme (Klonaler Linien)

Eine Auflösung beim Vergleich von A. baumannii

Isolaten unterschiedlicher regionaler Herkunft ist z.T. möglich – die wird Polyklonalität sichtbar

B A C C CKlinik A

PFGE-Typisierung

Turton JF et al. 2007

Bestimmung der Präsenz von drei genetischen Markern (csuE, blaOXA-51-like, ompA) ermöglicht die Zuordnung zu drei häufigen A. baumannii-Klonen


Rep-PCR-Typisierung (Diversilab)


Ermöglicht den weltweiten Vergleich von A. baumannii-Isolaten und deren Zuordnung zu bestimmten klonalen Linien

� Internationale Klone 1-8 (IC1-8/WW1-8)

Typisierung durch blaOXA-51like-Sequenzierung

Higgins PG et al. 2010; Schleicher X et al. 2012

Zander E et al. 2012

Assoziation zwischen Internationalen Klonen und blaOXA-51-Typ ermöglicht die Zuordnung: Bsp. EUII = IC2 = blaOXA-66

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MLST: Multi-Locus-Sequence-Typing – Sequenzvergleich von 7 „Haushalts“Genen

Identifikation von Klonen (Sequenztyp=ST) sowie klonalen Linien/Komplexen

Vergleich von A. baumannii Isolaten weltweit möglich

Bartual et al., 2005

http://www.pasteur.fr/recherche/genopole/PF8/mlst/Abaumannii.html


(http://pubmlst.org/ abaumannii/)

Citrate synthase (gltA)DNA gyrase subunit B (gyrB)Glucose dehydrogenase B (gdhB)Homologous recombination factor (recA)60-kDa chaperonin (cpn60)Glucose-6-phosphate isomerase (gpi)RNA polymerase sigma factor(rpoD)

id isolate country year species source gltA gyrB gdhB recA cpn60 gpi rpoD ST

1 62791 Spain 1993 A. baumannii blood 1 1 1 1 1 1 6 1

2 52400 Spain 2000 A. baumannii urine 1 1 1 1 1 1 6 1

6 228620 Spain 2000 A. baumannii urine 1 1 1 1 2 1 4 3

9 60127 Spain 1997 A. baumannii wound 1 3 3 2 2 3 1 5

cpn60 (60-KDa chaperonin) fusA (elongation factor EF-G)gltA (citrate synthase) pyrG (CTP synthase) recA (homologous recombination factor) rplB (50S ribosomal protein L2) rpoB (RNA polymerase subunit B)


A. baumannii Verbreitungspotential

aerogene Übertragung möglich (A. baumannii in Raumluft messbar)

„Umweltresistenz“ von A. baumannii ermöglicht langes Überleben in trockener Umgebung

Verbreitung durch direkten o. indirekten Händekontakt (Hände des Personals, medizinische Geräte, sonstige Oberflächen)

Javad A et al. 1998

Risiko des Eintrages von A. baumannii durch Patienten (mit vorheriger Hospitalisierung) in/aus „Acinetobacter-Endemiegebieten“(z.B. Osteuropa, Asien, Mittelmeerraum, arab. Halbinsel, Indischer Subkontinent)

Risiko des Wiedereintrages von A. baumannii durch besiedelte Patienten (z.B. chron. Atemwegserkrankungen)

Wendt C. HygMed 2012

Sui W et al. 2012

Risiko des Resistenzgen-Erwerbs von A. baumannii durch Patienten mit „Mehrfach-Besiedlung“ (Bsp. Plasmidtransfer E. cloacae � A. baumannii)

Naiemi NA et al. 2005

Biofilmbildung beim weltweit verbreiteten A. baumannii-Klon IC2 mit OXA-23 Carbapenemase besonders häufig Giannoulli M et al. 2013


Faulde M et al. HygMed 6/2013

A. baumannii Reservoir

Weltweit nachgewiesen als nosokomialer Erreger (Wund-, Atemwegs-, Harnwegs- und Blutstrominfektionen bei Menschen mit geschwächtem Immunsystem

Sporadische Nachweise in der Allgemeinbevölkerung – Rolle bislang unklar

Mensch:

Tier/Umwelt:

In Haustieren (Hund, Katze, Pferd) und Wildtieren bisher Einzelnachweise Carbapenemase-produzierender A. baumannii

Nachweis in Parasiten (Kopfläuse) und Insekten im Krankenhausbereich (Schmetterlingsmücke Clogmia albipunctata)

Eveillard M et al. 2013

Kempf M et al. 2012

Guerra B et al. 2014

Yvonne Pfeifer 18

Zusammenfassung

• multiresistente (Carbapenemase-produzierende) A. baumannii sind ein dauerhaftes Problem im Krankenhaus insbesondere für Intensivpatienten


Epidemiologisch unterscheidet man derzeit acht verschieden internationale klonale Linien multiresistenter A. baumannii, die weltweit verbreitet sind

Während bei der Identifikation der einzelnen Acinetobacter-Spezies große Fortschritte gemacht wurden, ist die molekulare Typisierung von A. baumannii

weiterhin mühsam, bedingt durch die hohe Klonalität

Die häufigste Carbapenemase ist OXA-23, bedingt durch die besonders erfolgreichen A. baumannii-Klon IC2

Umweltresistenz und Biofilmbildung des Erregers erfordern höchste Anforderungen an die Hygiene (Reinigung, Desinfektion, Isolation) zur Vermeidung der Verbreitung von A. baumannii im Krankenhaus

Yvonne Pfeifer 19

Vielen Dank

Guido Werner,Ullrich Nübel, Franziska Layer, Birgit Strommenger

RKI FG13: Nationales Referenzzentrum Staphylokokken (MRSA) / Enterokokken

Christoph Eller,

RKI FG13: Arbeitsgruppe Enterobacteriaceae and Nonfermenter

Sibylle Müller-Bertling, Christine Günther

Robert Koch Institut Berlin

Prof. Dr. Martin Mielke

Dr. Tim Eckmanns

[email protected]


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