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Schmelzemulgierte ß-Carotin-Formulierungen für
den Einsatz in Lebensmitteln
vorgelegt von
Diplom-Ingenieurin
Anke Hentschel
aus Sebnitz
Fakultät III - Prozesswissenschaften
Technische Universität Berlin
zur Erlangung des akademischen Grades
Doktor der Ingenieurwissenschaften
- Dr.-Ing. -
genehmigte Dissertation
Promotionsausschuss:
Vorsitzende: Prof. Dr. I. Smetanska
1. Gutachter: Prof. Dr. Dipl.-Ing. D. Knorr
2. Gutachter: Prof. Dr. L. W. Kroh
Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 30.10.2009
Berlin 2010
D 83
iii
Danksagung
Mein besonderer Dank gilt meinem Doktorvater Prof. Dr. Dipl.-Ing. Dietrich Knorr für die
Übernahme der Betreuung, das entgegengebrachte Vertrauen, seine Anregungen und
sein Interesse an meiner Arbeit. Meinem Zweitgutachter Prof. Dr. Lothar W. Kroh danke
ich für die Möglichkeit, meine Ergebnisse zur Diskussionen zu stellen sowie für seine
Anregungen zu weiterführenden Versuchen. Prof. Dr. Iryna Smetanska möchte ich für die
Übernahme des Promotionsvorsitzes danken.
Prof. Dr. Rainer H. Müller danke ich für die Möglichkeit, die Partikelgrößenmessung
an seinem Institut durchzuführen sowie für die fachlichen Diskussionen und die
Unterstützung bei der Veröffentlichung der Ergebnisse. Dr. Cornelia Keck, Dr. Jana
Pardeike, Corinna Schmidt und Dr. Wolfgang Mehnert danke ich für die Diskussionen
sowie für die Unterstützung bei der Durchführung der Partikelgrößenmessung. Auch den
anderen Mitarbeitern des Arbeitsbereichs Pharmazeutische Technologie der FU Berlin
möchte ich von Herzen danken - ich habe mich bei Euch immer sehr wohl gefühlt.
Herzlicher Dank gebührt auch allen Mitarbeitern des Fachgebietes
Lebensmittelverfahrenstechnik sowie des Fachgebietes Lebensmittelbiotechnologie und
-prozesstechnik. Die Hilfsbereitschaft und freundliche Atmosphäre wird mich diese Zeit nie
vergessen lassen. Besonders Privatdozent Dr. Rudolf Schick gilt mein Dank, da er mir
während des Studiums den Anstoß gab eine Promotion durchzuführen. Rolf Groß möchte
ich für die technische Unterstützung bei Umbauten des Homogenisators danken.
Meinen Mitdoktoranden Sönke Gramdorf und Stephanie Hermann danke ich
besonders für die gute Zusammenarbeit, die vielen hilfreichen Diskussionen und die
kritische Auseinandersetzung mit meiner Arbeit. Sebastian Brodkorb und Arash
Bagherzadeh danke ich für die fachlichen Gespräche und die gemeinsamen
Kaffeepausen - ohne Euch wären die letzten Monate im Institut recht einsam gewesen.
Ich danke außerdem allen Studenten, die zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen haben.
Dr. Christian Köpsel und Dr. Erik Lüddecke von BASF danke ich für das Interesse an
meiner Arbeit und die anregenden und hilfreichen Diskussionen der Ergebnisse. Jörg
Nissen danke ich für die Durchführung der REM-Messungen.
Meinen Kontrolllesern und Freunden Norman Jung, Maika Stachowski und Klaus
Ruprecht möchte ich für die konstruktive und überaus hilfreiche Kritik an meiner Arbeit
und die Ablenkung in der stressigen Phase des Zusammenschreibens danken. Ein
besonderer Dank geht dabei an Frederike Reimold - danke, dass es Dich gibt.
Der größte Dank gilt meinen Eltern Ina und Uwe Hentschel, deren bedingungsloser
und uneingeschränkter Unterstützung ich mir schon mein ganzes Leben lang sicher sein
konnte. Außerdem bedanke ich mich bei meiner Familie und meinen Freunden für den
Rückhalt und die Geduld - Ich liebe Euch!
iv
Kurzfassung
Der Trend zur Funktionalisierung von Lebensmitteln mit gesundheitsfördernden
Substanzen ist ungebrochen. Carotinoide und besonders ß-Carotin sind dabei von
Bedeutung, da sie neben dem Einsatz als Health Ingredient aufgrund ihrer intensiven
Farbe vielfältig Anwendung finden. Da ß-Carotin stark hydrophob ist, müssen
dispergierbare Formulierungen entwickelt werden, um den Einsatz in wässrigen Systemen
zu ermöglichen. Diese Formulierungen sollen neben den koloristischen Eigenschaften vor
allem die Bioverfügbarkeit erhöhen.
Eine Möglichkeit der Formulierung von ß-Carotin sind Emulsionen, welche jedoch
aufgrund der flüssigen Struktur den Wertstoff schnell abgeben. Um einen besseren Schutz
von Wirk- bzw. Wertstoffen sowie eine verzögerte Abgabe zu gewährleisten, wurden feste
Fettpartikel (Solid Lipid Nanoparticle - SLN) bzw. nanostrukturierte Lipidcarrier
(Nanostructured Lipid Carrier - NLC) in der pharmazeutischen Forschung entwickelt. Ziel
der vorliegenden Arbeit war es, deren Einsatzmöglichkeiten in Lebensmitteln für die
Formulierung von ß-Carotin zu untersuchen.
Es konnte gezeigt werden, dass es möglich ist, langzeitstabile kolloidale
Formulierungen mit lebensmittelrechtlich zugelassenen Stoffen mittels
Schmelzemulgierung herzustellen. Neben dem Einfluss des Energieeintrages bei der
Hochdruckhomogenisation wurde auch der Einfluss der Lagerbedingungen auf die
Partikelgröße der Dispersionen untersucht.
ß-Carotin liegt in den SLN/NLC molekular gelöst vor, wodurch eine gute
Bioverfügbarkeit gewährleistet wird. Die Wertstoffkonzentration in den Formulierungen ist
unter anderem abhängig von der Fettsäurekettenlänge des verwendeten Fettes und der
Prozesstemperatur bei der Herstellung der Partikel. Die Stabilität des ß-Carotins ist im
Vergleich zu Emulsionen in SLN deutlich verringert. Aufgrund der plättchenförmigen
Struktur von Triglycerid-SLN kommt es zum Herausdrücken des Wertstoffes, welcher an
der Oberfläche der Partikel vermehrt Oxidationsprozessen ausgesetzt ist. Durch die
Verwendung von NLC kann die Wertstoffstabilität erhöht werden.
Die Partikel können unter Verwendung von Hilfsstoffen sprüh- und gefriergetrocknet
werden und eignen sich prinzipiell für den Einsatz in Getränken. Aufgrund der kolloidalen
Größe kommt es nicht zu Sedimentation oder Aufrahmen, jedoch ist in Abhängigkeit der
Zusammensetzung eine Koagulation der Formulierungen möglich.
Die SLN/NLC-Technologie bietet eine Reihe möglicher Anwendungen in
Lebensmitteln. Da ihre Partikelform großen Einfluss auf die Eigenschaften und die damit
verbundenen Anwendungsmöglichkeiten hat, ist eine gezielte Auswahl an Fett- und
Emulgatormischungen nötig.
v
Abstract
The interest in the development of functional foods is unwaning. Carotenoids, especially
ß-carotene, are in the focus of interest because of their potential use as health ingredients
and their intensive color. Because of the strong hydrophobic behavior of ß-carotene,
waterdispersable formulations have been developed. These include polymeric
nanoparticles, liposomes and emulsions. The objectives of these formulations are to
improve the bioavailability of carotenoids and to control color shade and strength.
A major problem concerning the use of emulsions is the rapid drug release. To
overcome this disadvantage solid lipid nanoparticles (SLN) and nanostructured lipid
carriers (NLC) were developed in pharmaceutical research. Due to the use of solid lipids
(SLN) or mixtures of solid and liquid lipids (NLC) a sustained drug release is possible. The
aim of the present study was to investigate the potential of SLN/NLC for the formulation of
ß-carotene and their use in food systems.
It has been shown that high-pressure melt-homogenization is a suitable process for
the production of ß-carotene-loaded food colloids based on SLN/NLC. In addition to the
influence of the applied energy during homogenization, the influence of storage conditions
was investigated in terms of particle size. For particle size measurements dynamic and
static light scattering were used.
The ß-carotene in SLN/NLC is available in a molecular dissolved structure which
features a good bioavailability. The drug-loading capacity of the particles depends on the
structure of the triglycerides and the process-temperature applied. With a decreasing
chain length of the fatty acids and increasing temperature the drug-load can be improved.
The stability of ß-carotene in SLN is reduced in comparison to the stability in emulsions.
This effect can be explained by the particle shape of triglyceride-SLN. The platelet-like
structure leads to drug expulsion of the ß-carotene to the particle-surface where it is
exposed to oxidation. By the use of NLC for drug incorporation the stability of ß-carotene
can be improved.
Lyophilization and spray-drying of the SLN/NLC is a possibility to produce powder-
products. An addition of carbohydrates before these processes is necessary in order to
preserve the colloidal structure of the particles.
Because of the colloidal structure of the particles the use of ß-carotene-loaded SLN
and NLC in beverages is feasible without creaming or sedimentation. Due to the fat-
composition and used emulsifiers a coagulation of the particles can occur. The
formulations consisting of triglycerids were stable in beverages but showed a ring
formation as the investigated emulsion did.
Inhaltsverzeichnis vi
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ......................................... ...........................................................1
2 Grundlagen ......................................... ........................................................4
2.1 Solid Lipid Nanoparticles (SLN) und Nanostructured Lipid Carriers (NLC)...4 2.1.1 Entwicklung von SLN und NLC ..........................................................4 2.1.2 Herstellung von Dispersionen ............................................................5 2.1.3 Wertstoffbeladung von SLN/NLC .....................................................14 2.1.4 Partikelgröße und -morphologie.......................................................16 2.1.5 Kristallstruktur des Fettes.................................................................21 2.1.6 SLN/NLC als disperse Systeme.......................................................23 2.1.7 Sprüh-/Gefriertrocknung...................................................................24
2.2 ß-Carotin.....................................................................................................26 2.2.1 Vorkommen und Struktur..................................................................26 2.2.2 Eigenschaften ..................................................................................27 2.2.3 Bioverfügbarkeit ...............................................................................30 2.2.4 Wirkung auf die menschliche Gesundheit ........................................31 2.2.5 Formulieren von ß-Carotin ...............................................................35
3 Material und Methoden.............................. ...............................................40
3.1 Material.......................................................................................................40 3.1.1 Öle und Fette ...................................................................................40 3.1.2 Emulgator.........................................................................................41 3.1.3 ß-Carotin ..........................................................................................42 3.1.4 Getränke für Stabilitätsuntersuchungen ...........................................42
3.2 Herstellung der dispersen Systeme............................................................43
3.3 Charakterisierung der dispersen Systeme..................................................44 3.3.1 Partikelgrößenbestimmung ..............................................................44 3.3.2 Mikroskopie......................................................................................45
3.4 Carotinoidanalytik .......................................................................................45
3.5 Konservierungsverfahren............................................................................47
4 Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen ............. ...............................48
4.1 Einfluss des Emulgatorgehaltes .................................................................48 4.1.1 Miglyol 812 Emulsion .......................................................................48 4.1.2 Triglycerid SLN.................................................................................49 4.1.3 PGHMS SLN und NLC.....................................................................50
4.2 Einfluss von Druck und Zyklenzahl.............................................................52 4.2.1 Miglyol 812 Emulsion .......................................................................53 4.2.2 Triglycerid SLN.................................................................................53 4.2.3 Propylenglycol-high-monostearat (PGHMS) ....................................55
Inhaltsverzeichnis vii
4.3 Einfluss der Temperatur und des Fettes .....................................................56 4.3.1 Abkühlgeschwindigkeit.....................................................................59
4.4 Partikelform ................................................................................................61
4.5 ß-Carotinlöslichkeit .....................................................................................62 4.5.1 Molekulare Struktur ..........................................................................62 4.5.2 ß-Carotingehalt ................................................................................65
5 Stabilität von SLN/NLC............................. ................................................69
5.1 Einflüsse auf die Langzeitstabilität..............................................................69 5.1.1 Miglyol 812 Emulsion .......................................................................69 5.1.2 Triglycerid SLN.................................................................................69 5.1.3 Propylenglycolmonostearat SLN und NLC.......................................71
5.2 Konservierungsmöglichkeiten und Redispergierbarkeit..............................74 5.2.1 Sprühtrocknung................................................................................74 5.2.2 Gefriertrocknung ..............................................................................78
6 ß-Carotinstabilität ................................ .....................................................85
6.1 Umwandlung während der Herstellung.......................................................85
6.2 ß-Carotinstabilität in SLN/NLC....................................................................86 6.2.1 Vergleich von SLN, NLC und Emulsion............................................86 6.2.2 Einfluss von Sauerstoff ....................................................................87 6.2.3 Einfluss der Lagertemperatur...........................................................89 6.2.4 Einfluss von Licht .............................................................................89 6.2.5 Einfluss der Zyklenzahl ....................................................................90
7 Anwendungsmöglichkeiten von SLN/NLC in Getränken ... ...................92
7.1 Lagerversuche in Getränken ......................................................................92
8 Zusammenfassung und Schlussfolgerungen ............. ...........................94
Anhang............................................. ....................................................................98
A.1 Einfluss des komplexen Brechungsindex auf die Partikelgrößenanalyse ...98
A.2 Emulsionsherstellung mit Ultraschall ........................................................102
A.3 ß-Carotingehalt.........................................................................................103
Formelzeichen und Abkürzungen...................... ..............................................107
Abbildungsverzeichnis.............................. ....................................................... 110
Tabellenverzeichnis ................................ .......................................................... 113
Inhaltsverzeichnis viii
Literaturverzeichnis ............................... ........................................................... 114
Einleitung 1
1 Einleitung
Bereits vor 2500 Jahren tätigte Hippocrates den Ausspruch „Lasse Nahrung deine
Medizin sein und Medizin deine Nahrung“. Dass dieser Gedanke von unveränderter
Bedeutung ist, zeigt sich in der Entwicklung funktioneller Lebensmittel. Diese sind definiert
durch einen zusätzlichen physiologischen Nutzen, der über die reine Ernährung
hinausgeht. [HASLER 1998]
Der Einsatz kolloidaler Formulierungen sowie der Nanotechnologie bietet dabei eine
Vielzahl an Möglichkeiten, z.B. den Schutz und Transport von Wertstoffen, die gezielte
Freisetzung der Wertstoffe, neuartige Herstellungsprozesse, Verlängerung der Haltbarkeit,
aber auch die Verbesserung von Verpackungsmaterial. Kolloide weisen eine Größe von
< 1 µm, Nanostrukturen eine Größe von 1-100 nm auf. Sie sind seit jeher in natürlichen
und verarbeiteten Lebensmitteln enthalten (z.B. Proteine, Kohlenhydrate). Das Verstehen
und Kontrollieren dieser Strukturen bietet ein großes Potential für die gezielte Anwendung
der Nanotechnologie in Lebensmitteln. [GROVES 2008, MORRIS 2008]
Vor allem Carotinoide sind für ihre gesundheitsfördernde Wirkung bekannt. Sie sind
im Pflanzen- und Tierreich weit verbreitet und erfüllen eine Vielzahl an Funktionen. So
haben sie in Pflanzen essentielle Bedeutung für die Photosynthese und sorgen z.B. für
die leuchtende Farbe von Tomaten, Paprika und Orangen. Im Tierreich sind Carotinoide
am Sehvorgang beteiligt, wirken als Antioxidant und Photoprotektor. Sie können darüber
hinaus Herz-Kreislauf-Erkrankungen sowie unterschiedlichen Krebsarten vorbeugen und
haben immunstimulierende Wirkung. Der Weltmarkt für Carotinoide wird auf 900 Millionen
Dollar geschätzt [END 2005]. [BRITTON et al. 2008, PRYOR et al. 2000, STAHL, SIES 2005,
BRITTON 1995, BENDICH, OLSON 1989]
ß-Carotin ist als Provitamin A von besonderer Bedeutung und spielt auch für die
Anwendung in Lebensmitteln eine große Rolle. Dort wird es vor allem wegen seiner
intensiven Farbe eingesetzt, mit welcher Farbtöne von Gelb bis Rot erreicht werden
können, ist aber auch aufgrund seiner gesundheitsfördernden Wirkung als Health
Ingredient von Interesse. [Horn, Rieger 2001]
Infolge der schlechten Löslichkeit in Wasser, einem schnellen Abbau, unzureichender
Bioverfügbarkeit oder schwer zu steuernder Dosierung sind viele Wertstoffe nicht pur
einsetzbar und erfordern die Anwendung geeigneter Trägersysteme [MEHNERT, MÄDER
2001]. Die Entwicklung nanodisperser bzw. kolloidaler Wirk- und Effektstoffe hat dabei vor
allem das Ziel, die Bioverfügbarkeit zu erhöhen sowie die optischen (insbesondere
koloristischen) Eigenschaften organischer Pigmente zu steuern [HORN, LÜDDECKE 1996].
Letzteres wird vor allem durch die Teilchengröße und die supramolekulare Struktur der
Partikel beeinflusst. Bisher wurden hauptsächlich Fällungsreaktionen genutzt, um gezielt
Partikel herzustellen, die durch ihre Größe um 100 nm die Anforderungen an Farbgebung
Einleitung 2
und Resorption erfüllen [HORN, RIEGER 2001]. Zur Herstellung ist jedoch der Einsatz
organischer Lösungsmittel nötig.
Schon in den 50er Jahren wurden Nanoemulsionen unter Verwendung von Ölen
erforscht. Dem Vorteil der lösungsmittelfreien Produktion und des leichten scale ups, steht
der Nachteil gegenüber, dass die Wertstofffreisetzung schwer kontrollierbar und sehr
schnell abgeschlossen ist. Durch die Verwendung fester Fette kann die Mobilität des
Wertstoffes reduziert werden, sodass eine kontrollierte Abgabe möglich ist. [BUNJES,
SIEKMANN 2006]
Die Entwicklung der Solid Lipid Nanoparticles (SLN) Anfang der 90er Jahre macht
sich diesen Effekt zunutze. Dabei werden durch Schmelzemulgierung feste Fettpartikel
kolloidaler Größe hergestellt, die mit lipophilen Wertstoffen angereichert sind [SCHWARZ et
al. 1994].
Anfangs für den intravenösen Einsatz vorgesehen, zeigten sich schnell auch andere
Anwendungsgebiete wie die orale Wert- bzw. Wirkstoffzufuhr (z.B. Ciclosporin) sowie
kosmetische Applikationen (z.B. Retinol, Coenzym Q10, Sonnenschutz, Parfüm) [MÜLLER,
WISSING 2003]. Aufgrund der Umwandlung der Kristallstruktur während der Lagerung
kann es jedoch zu einer vorzeitigen Wertstofffreisetzung der SLN kommen, was zu der
Entwicklung von Nanostructured Lipid Carriers (NLC) führte. Diese Weiterentwicklung der
SLN-Technologie bietet durch den zusätzlichen Einsatz flüssiger Lipide die Möglichkeit
einer höheren Wertstoffbeladung. Durch das Entstehen einer imperfekten Lipidmatrix soll
ein Hinausdrücken des Wertstoffes verhindert werden [SAUPE et al. 2005].
Die NLC-Technologie findet bereits erfolgreich in der Herstellung einer kosmetischen
Q10-Creme Anwendung. Auch für die Lebensmittelindustrie ist eine Vielzahl an
Anwendungen vorstellbar. Dazu zählt neben der Formulierung lipophiler Wertstoffe in
gelöster Form und ihrer retardierten Abgabe auch die Möglichkeit zur Verkapselung
unerwünschter Aromen.
Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, einen Überblick der Eignung der SLN-/NLC-
Technologie für den Einsatz in Lebensmitteln zu geben. Die Verwendung
lebensmittelrechtlich unbedenklicher Fette und Emulgatoren ist daher die Vorgabe an die
hergestellten Formulierungen. Da ß-Carotin bereits gut erforscht ist und durch seine
intensive Farbe auch mit einfachen Messmethoden untersucht werden kann, wird es als
Modellstoff gewählt. Aufgrund der großen Hydrophobizität von ß-Carotin bei
gleichzeitigem gesundheitlichem Nutzen besteht ein großes Interesse an wasser-
dispergierbaren Formulierungen für den Einsatz in Lebensmitteln.
Es soll zum einen eine Charakterisierung der Herstellungsparameter erfolgen, welche
die Produktion von SLN und NLC für den Einsatz in Lebensmitteln beeinflussen. Zum
anderen gilt es, die Eignung der Technologie für die Formulierung von ß-Carotin mit einer
Einleitung 3
herkömmlichen Formulierungsmethode zu vergleichen. Dafür wird eine Emulsion gewählt,
um mögliche Vor- und Nachteile der Solid Lipid Nanoparticles und Nanostructured Lipid
Carriers aufzuzeigen.
Die Parameter Temperatur, Druck und Zyklenzahl stehen dabei hinsichtlich der
erzielbaren Partikelgröße bei der Hochdruckhomogenisation im Mittelpunkt der
Untersuchung. Als Emulgator wird Tween 80 verwendet. Die eingesetzte Konzentration ist
aufgrund des bitteren Geschmacks von Tween 80 und der lebensmittelrechtlichen
Begrenzung zu minimieren. Neben der Partikelgröße nach der Herstellung sind auch die
Einflüsse auf die Langzeitstabilität der Formulierungen zu ermitteln.
Ein weiterer Teil der Arbeit befasst sich mit der Beladung der SLN und NLC mit ß-
Carotin. Zu ermitteln ist die Beladungskapazität und ihre Einflussfaktoren, wie Temperatur,
Art des Fettes und verwendetes ß-Carotin. Neben kristallinem ß-Carotin wird in
Sonnenblumenöl dispergiertes ß-Carotin verwendet. Letzteres wird für die Herstellung der
Nanostructured Lipid Carrier (NLC) eingesetzt. Ziel ist es, das ß-Carotin in molekularer
Lösung zu formulieren, um eine gute Bioverfügbarkeit der Produkte zu gewährleisten. Die
Stabilität des ß-Carotins in den Partikeln ist für eine spätere Anwendung in Lebensmitteln
von großer Bedeutung und steht daher im Mittelpunkt der Untersuchungen.
Zusätzlich werden Versuche durchgeführt, welche die Eignung der hergestellten
SLN/NLC bezüglich Sprüh- und Gefriertrocknung und anschließender Redispergierung
betrachten. Ein abschließender Versuch prüft die Stabilität der Formulierungen in
Getränken, um Aussagen über einen möglichen Einsatz als funktionelles Lebensmittel
machen zu können.
Grundlagen 4
2 Grundlagen
2.1 Solid Lipid Nanoparticles (SLN) und Nanostructu red Lipid
Carriers (NLC)
2.1.1 Entwicklung von SLN und NLC
Ein großes Interesse der pharmazeutischen Forschung ist seit jeher das Formulieren
hydrophober Wirkstoffe. Ziel ist es dabei, einen Träger zu finden, der für die parenterale
und non-parenterale Aufnahme geeignet ist, den Wirkstoff vor Abbaureaktionen schützt
und ihn gezielt freisetzt. Dabei lassen sich, bezogen auf den Wirk- bzw. Wertstoffträger,
zwei Lösungsansätze unterscheiden: polymerbasierte und lipidbasierte Systeme.
Die Herstellung von Polymer-Nanopartikeln mittels Emulsion-Polymerisations- oder
Lösungsmittel-Verdampfungsverfahren erfordert oft die Verwendung organischer
Lösungsmittel und anderer toxischer Verbindungen, die sich schlecht aus dem
Endprodukt entfernen lassen. Ferner kann von dem Wirk- bzw. Wertstoffträger selbst ein
toxisches Potential ausgehen. Um dieses Risiko zu vermeiden, stehen lipidbasierte
Trägersysteme im Fokus des Interesses. Vor allem Öl-in-Wasser (O/W) Emulsionen
wurden diesbezüglich ausgiebig untersucht und finden seit Jahrzehnten in der
parenteralen Ernährung Einsatz. [BUNJES, SIEKMANN 2006, MEHNERT, MÄDER 2001]
Ende der 50er Jahre wurden erste Experimente zur Herstellung fester Fettpartikel
durchgeführt [ROBINSON et al. 1958]. Die möglichen Herstellungsverfahren umfassen
neben dem Mahlen einer wertstoffbeladenen Fettphase das Schmelzemulgieren (auch
Schmelzeemlgieren genannt [SCHUCHMANN, DANNER 2004]), Lösungsmittelverdampfungs-
und Extraktionsverfahren sowie Sprühtrocknung und Erstarrung [BUNJES, SIEKMANN
2006].
Die erste Patentanmeldung fester Fettpartikel führte MORRIS (1982) durch. Dabei
verwendete er Fette mit Schmelzpunkten über 30 °C z ur Erzeugung fester Partikel von
1-2 µm Größe. Diese wurden durch Ultraschallbehandlung der Lipidschmelze und
anschließender Gefriertrocknung hergestellt. Bereits wenige Jahre später kam es zu einer
Patentanmeldung, bei der durch die Kombination von hochtourigem Rührer und
Ultraschall, Fettpartikel im Größenbereich von 50-1000 nm hergestellt werden können
[SPEISER 1985].
Die Stabilität dieser Dispersionen stellte lange Zeit ein Problem dar. Erst zu Beginn
der 90er Jahre des 20. Jahrhunderts wurde über langzeitstabile kolloidale Lipid-
Suspensionen in der pharmazeutischen Literatur berichtet [SCHWARZ et al. 1994, MÜLLER
et al. 1995]. Unter dem Namen „Solid Lipid Nanospheres - SLN“ kam es 1991 zur ersten
Grundlagen 5
Patentanmeldung [MÜLLER, LUCKS 1991]. Die auch als Solid Lipid Nanoparticles
bezeichneten Wertstoffträger werden durch Schmelzemulgierung mithilfe eines
Hochdruckhomogenisators (oder Ultraschall) hergestellt. Im Vergleich zu Niedrig-Energie-
Verfahren, bei denen ein großer Emulgatoreinsatz nötig war um kleine Partikel zu
erzeugen, konnte durch die Verwendung dieser energiereichen Dispersionstechnik der
nötige Emulgatoreinsatz deutlich verringert werden [MÜLLER, WISSING 2003]. Ein wichtiger
Vorteil im Vergleich zu Emulsionen ist dabei die Möglichkeit einer verzögerten
Wertstofffreigabe durch die geringere Mobilität der Wertstoffe in der Lipidmatrix [MEHNERT,
MÄDER 2001].
Aufgrund der begrenzten Beladungskapazität von SLN kam es um die
Jahrtausendwende zu einer Weiterentwicklung. Durch das Einbringen flüssiger Öle bzw.
das Mischen unterschiedlicher Fette konnte die Beladung der Partikel verbessert werden,
ohne die Vorteile von SLN (siehe Kapitel 2.1.3) zu verlieren [SAUPE et al. 2005]. Die so
hergestellten Partikel werden als Nanostructured Lipid Carriers (NLC) bezeichnet.
2.1.2 Herstellung von Dispersionen
Disperse Systeme bestehen aus zwei oder mehr Phasen, von denen mindestens eine
Phase dispers vorliegt und von einer kontinuierlichen Phase (Dispergiermittel) umgeben
ist [TSCHEUSCHNER 1996]. Ist das Dispergiermittel flüssig, wird in Abhängigkeit des
Aggregatzustands der dispersen Phase zwischen Emulsionen (flüssig) und Suspensionen
(fest) unterschieden. Bei einer O/W-Emulsion ist die disperse Phase Öl, bei einer W/O-
Emulsion hingegen bildet Wasser die disperse Phase. Die Wahl des Emulgierverfahrens
wird durch folgende Einflussgrößen bestimmt [SCHUBERT 2005]:
• Emulsionstyp
• Volumenverhältnis der nichtmischbaren Flüssigkeiten
• Stoffeigenschaften (Dichte, Viskosität, Feststoff- bzw. Gasanteile)
• geforderte mittlere Tropfengröße
• Anforderungen an die Lagerstabilität
Die wichtigste Eigenschaft einer Dispersion ist ihre Stabilität . Dabei wird zwischen
physikalischer, mikrobiologischer und chemischer Stabilität unterschieden. Die
physikalische Stabilität definiert sich über die Beständigkeit gegen Veränderungen des
dispersen Zustandes und gilt als erreicht, wenn die Tropfengrößenverteilung unabhängig
von Zeit und Ort ist. Mikrobiologische und chemische Stabilität (von O/W-Emulsionen)
werden jedoch nicht von der Tropfengröße beeinflusst. [SCHUBERT 2005] Ein Überblick der
Grundlagen 6
Stabilisierungsmechanismen während der Herstellung sowie möglicher Destabilisierung ist
in Abb. 2-1 dargestellt.
Feinemulsion
Agglomeration (Flockung)
Koagulation/Aggregation
Preemulsion
Disperse PhaseKontinuierliche Phase Emulgator
mech. Energie
Deformation Aufbruch (schneller
Emulgator)
Destabili-sierung
Stabili-sierung
Abb. 2-1: Stabilisierung der Emulsion nach dem Tropfenaufbruch und mögliche Destabilisierung während der Lagerung
Die Eigenschaften von Emulsionen werden bis zu einem Volumenanteil der dispersen
Phase von 30 % weitgehend von der äußeren Phase bestimmt. Die Viskosität von O/W-
Emulsionen ist ähnlich der des Wassers und steigt mit höherem Phasenvolumenverhältnis
deutlich an. [LAGALY et al. 1997]
Bewegen sich zwei Partikel aufgrund der Brownschen Molekularbewegung,
Konvektion oder mechanischer Einflüsse (Schütteln) aufeinander zu, entsteht zwischen
ihnen ein dünner Film kontinuierlicher Phase. Erreicht dieser eine kritische Dicke, kann es
zur Desorption von Emulgatormolekülen kommen und die Partikel fließen zusammen
(Koaleszenz ). Dies kann bereits in der Emulgierzone stattfinden wobei die
Koaleszenzrate neben den Eigenschaften des Emulgators, von der eingesetzten
Emulgierapparatur abhängt [SCHUCHMANN, DANNER 2004]. Die Kollisionshäufigkeit der
Tropfen ist daher ein entscheidender Einfluss auf die Kurzzeitstabilität von Dispersionen
[KARBSTEIN, SCHUBERT 1994]. Ist die gesamte disperse Phase von Koaleszenz betroffen
wird vom Brechen der Dispersion gesprochen.
Die Ostwald Reifung ist in kristallinen Systemen wie auch bei Emulsionen zu finden.
Dabei kommt es zu einer Diffusion von kleinen zu großen Partikeln. Auslöser dafür ist eine
Polydispersität der Partikel, welche sich in unterschiedlichen chemischen Potentialen und
Grundlagen 7
damit Löslichkeiten äußert. Wie auch die Koaleszens ist die Ostwald Reifung nicht
umkehrbar und führt zur Erhöhung der mittleren Tropfengröße. [MYERS 2006]
Auslöser für das Brechen einer Dispersion kann eine verschlechterte
Lösungsmittelgüte sein, hervorgerufen durch Änderung der Zusammensetzung
(Salzzusatz, pH-Änderung), des Druckes und/oder der Temperatur. Manche Dispersionen
werden dabei beim Erwärmen instabil (obere kritische Flockungstemperatur), andere beim
Abkühlen (untere kritische Flockungstemperatur), wobei wässrige, sterisch stabilisierte
Dispersionen meist beim Erwärmen flocken (enthalpische Stabilisierung). [LAGALY et al.
1997] Bei optimaler Zusammensetzung der Dispersionen, sind Langzeitstabilitäten von
mehreren Jahren möglich [FREITAS, MÜLLER 1998].
Neben den Strömungsbedingungen können auch die Wechselwirkungspotentiale
zwischen den Partikeln und die Partikelgröße einen Einfluss auf die Bildung von
Aggregaten/Koagulaten haben [HORN, RIEGER 2001]. Im Falle der Flockung ist die
Adsorption der Emulgatormoleküle stark genug. Es kommt hier allerdings zu einem
Gleichgewicht zwischen Anziehung der Partikel und osmotischer Kraft, die versucht,
Wasser in den Zwischenraum zu transportieren. Obwohl die Partikel dabei eng
zusammenstehen, kommt es nicht zur Koaleszenz. Bei der Aufrahmung und
Sedimentation erfolgt, wie bei der Flockung, kein Zusammenschluss zweier Partikel.
Vielmehr sorgen Dichteunterschiede für eine Entmischung der Dispersion und
beeinflussen damit die Langzeitstabilität. Durch hinreichend kleine Partikel kann dieser
Effekt vermieden werden. [MYERS 2006, SCHUBERT 2005]
Ist die bei der Dispergierung eingebrachte Energiedichte zu groß, die Geschwindigkeit
mit der der Emulgator die Grenzfläche stabilisiert zu langsam oder die Emulgatormenge
zu gering, kann es zu einer Überemulgierung kommen - die Emulsion bricht.
Maßnahmen gegen das Überemulgieren sind [SCHUBERT 2005]:
• Wahl eines schnell stabilisierenden Emulgators
• Dispergiermaschine mit homogener Leistungsdichte
• langsames Zudosieren der inneren Phase
• angemessene Emulgatormenge
• Vorlage einer homogenen Rohemulsion
Auch die Kombination unterschiedlicher Emulgatoren kann die Stabilität von Dispersionen
positiv beeinflussen und Aggregation vorbeugen [MEHNERT, MÄDER 2001]. Die Art und
Menge des Emulgator s ist vor allem hinsichtlich der Partikelgröße und Lagerstabilität der
Dispersionen von großer Bedeutung. Eine gute Aufteilung der dispersen Phase soll durch
eine Herabsetzung der Grenzflächenspannung mithilfe von Emulgatoren erreicht werden.
KEMPA et al. (2006) konnten jedoch zeigen, dass der Emulgator für die eigentliche
Grundlagen 8
Tropfenzerkleinerung nicht von Relevanz ist. Hinsichtlich der Vermeidung von
Tropfenkoaleszenz ist die Stabilisierungskinetik des verwendeten Emulgators jedoch
wesentlich. An der Grenzfläche adsorbiert, verhindern Emulgatoren durch sterische
und/oder elektrostatische Barrieren das Koaleszieren der Tropfen. Zusätzlich erleichtert
der Marangoni-Effekt die Emulgierung, da sich der Emulgatorfilm in Richtung höherer
Grenzflächenspannung bewegt und folglich den Zwickelbereich zwischen zwei Tropfen
nach dem Aufbruch schnell stabilisiert. [LAGALY et al. 1997, SCHUBERT 2005].
Emulgatoren sind wirksamer, je schneller sie an die Grenzfläche diffundieren und dort
adsorbieren. Bei der Zerkleinerung spielt zusätzlich ihre Spreitungsgeschwindigkeit eine
Rolle. Unter Spreitung wird die Ausbreitung eines Tropfens über die unterliegende
Flüssigkeit verstanden [BREZESINSKI, MÖGEL 1993]. Unterschiedliche Emulgatoren können
daher verschiedene Homogenisierparameter erfordern [MEHNERT, MÄDER 2001].
Nichtionische Emulgatoren werden in der Regel bevorzugt, da sie meist zu stabileren
Emulsionen führen, über einen weiten pH-Bereich einsatzfähig und mit ionischen
Tensiden mischbar sind. Ein wichtiges Auswahlkriterium ist dabei der HLB-Wert
(hydrophil-lipophile Balance), der Werte zwischen 0 (kein hydrophiler Anteil) und 20 (nur
hydrophile Gruppen) annehmen kann. [LAGALY et al. 1997]
Sterisch stabilisierende Emulgatoren bilden eine Hülle aus (Makro-) Molekülen um die
Partikel. Ihr Stabilisierungsmechanismus beruht auf osmotischem Druck, welcher die
Teilchen auseinander drückt. Dieser entsteht, wenn durch erhöhte Segmentdichte
zwischen den Teilchen das chemische Potential des Lösungsmittels ansteigt. Ist die
stabilisierende Schicht zu dünn, kann es durch Van-der-Waals-Anziehung zu einer
schwachen Koagulation der Dispersion kommen. Ist die Dicke der Polymerhülle
ausreichend, haben die Molmasse der Makromoleküle, die Teilchengröße und die
Teilchenkonzentration keinen Einfluss auf die Stabilität. Im Falle niedermolekularer
Verbindungen, wie Polyoxyethylen, sowie in wässrigen Dispersionen tragen
elektrostatische Wechselwirkungen zusätzlich zur Stabilisierung bei. [LAGALY et al. 1997]
Polyoxyethylene sind die größte und technisch bedeutendste Klasse der
nichtionischen Tenside. Sie zeigen meist ein inverses Temperatur-Löslichkeits-Verhältnis.
Mit steigender Temperatur sinkt die Hydrophilität und damit die Löslichkeit in Wasser, bis
es zum Ausfallen (cloud point) aus der Lösung kommt. Je mehr Oxyethylen-Gruppen
vorhanden sind, desto größer ist der cloud point. [MYERS 2006] Tween 80 beispielsweise
enthält 20 Oxyethylen-Gruppen (siehe Abb. 2-2).
Grundlagen 9
Abb. 2-2: Strukturformel von Polyoxyethylen(20)sorbitanmonooleat (Tween 80)
Aufgrund der niedrigen Grenzflächenspannung ist eine Dispergierung an der Phasen-
inversionstemperatur (PIT) bereits bei niedrigem Energieeintrag möglich. Dabei kann es
infolge der temperaturabhängigen Emulgatorhydrophilie entsprechend zur Bildung von
O/W-Emulsionen (T < PIT) oder W/O-Emulsionen (T > PIT) kommen (siehe Abb. 2-3). Die
mit diesem Verfahren (PIT-Emulgierung) hergestellten Emulsionen müssen sofort auf
Raumtemperatur gekühlt werden, da sie nahe der PIT sehr instabil sind. [HERZFELD 1999]
Abb. 2-3: Temperaturabhängiges Verhalten von Dreikomponentensystemen aus Wasser, Öl und ethoxyliertem O/W Emulgator (a) unterhalb, (b) an der Phaseninversions-temperatur (PIT) und (c) oberhalb der PIT [HERZFELD 1999]
Die PIT ist abhängig von der Emulgatorkonzentration, der Länge der Oxyethylen-Kette
und dem damit verbundenen HLB-Wert (siehe Abb. 2-4), dem verwendeten Lipid sowie
dem Volumenverhältnis [HERZFELD 1999]. Wie in Abb. 2-4 deutlich wird, steigt die PIT mit
steigendem HLB-Wert und liegt für Tween 80 bei über 120 °C. Der Einfluss des Lipides
äußert sich in einer meist steigenden PIT mit zunehmender Ölpolarität [SCHUBERT 2005].
Vorausgesetzt, die Emulgatorhülle kann einen ausreichenden Koaleszenzschutz liefern,
sind in realen Tröpfchenkollektiven aufgrund der Größenverteilung dichte
Tröpfchenpackungen bei bis zu 95-99 % kontinuierlicher Phase möglich [SCHICK 1987].
Grundlagen 10
Abb. 2-4: PIT von Emulsionen aus Wasser und flüssigem Paraffin mit 2 % (Masse) Tween 80 (n), Einfluss der Oxyethylen-Gruppen (n) [SCHICK 1987]
Die Herstellungsverfahren für Dispersionen lassen sich in zwei Gruppen teilen -
nichtmechanischen Verfahren und mechanischen Verfahren. Bei den mechanischen
Verfahren kommt es zur Tropfenzerkleinerung durch den Eintrag mechanischer Energie.
Dabei konkurrieren formerhaltende und deformierende Kräfte. Überschreitet die
Deformation ein kritsches Maß und eine kritsche Zeit wird der Tropfen aufgebrochen.
[SCHUCHMANN, DANNER 2004]
Mithilfe des Energiedichtekonzepts lässt sich die Tropfenzerkleinerung in turbulenter
Strömung beschreiben. Ihre Effizienz kann unabhängig vom Maschinentyp beurteilt sowie
unterschiedliche Emulgierverfahren miteinander vergleichen werden. Es wird dabei der
Zusammenhang zwischen dem Sauterdurchmesser der entstandenen Emulsion und der
Energie hergestellt, die im Emulgierprozess pro Volumeneinheit Emulsion eingebracht
wurde. [SCHUBERT 2005]
75,0...0d
4,0...25,0V
75,0...0d
4,0...25,0VV ηEη)tP()2,3(d −− =∝ [1]
Dabei entspricht EV der Energiedichte, d(3,2) dem Sauterdurchmesser (Vergleich Kapitel
2.1.4), ηd der Viskosität der zu dispergierenden Phase, VP der mittleren Leistungsdichte
(volumenbezogener Energieeintrag pro Zeit) und Vt der mittleren Verweilzeit. Der
Exponent kann Werte zwischen 0,25 (Zerkleinern hochviskoser Öle) und 0,4 (isotrope,
turbulente Strömungsfelder) annehmen. [SCHUBERT 2005] Tab. 2-1 zeigt die Vor- und
Nachteile der mechanischen Emulgierverfahren.
Grundlagen 11
Tab. 2-1: Vor- und Nachteile mechanischer Herstellungsverfahren [BUNJES, Siekmann 2006, Schubert 2005, Mehnert, Mäder 2001, Schuchmann, Danner 2004]
Verfahren Vorteile Nachteile
durch Entwicklung feinster Mahlkörper
konnte Verteilungsbreite verschmälert
werden [BREITUNG-FAES, KWADE 2009]
große, heterogene Partikelgrößen
(ungleichmäßiger, relativ niedriger
Energieeintrag)
Rotor-Stator (z.B.
Kolloidmühle,
Kugelmühle)
selbstfördernd Erwärmung durch mech. Energie
günstige Investitions- und Herstellungs-
kosten, einfache Handhabung
je niedrigviskoser das Stoffsystem desto
niedriger die Energiedichte
gut zu Warten, lange Standzeiten Mahlkörperabrieb schwer abtrennbar
[HORN, RIEGER 2001]
Ultraschall kontinuierliches Emulgierverfahren Erwärmung durch mech. Energie
sehr kleine Tropfen in dünnflüssigen
Systemen (durch Kavitation)
je höher die Viskosität der dispersen
Phase, desto größer die Tropfen
große Effizienz mögliche By-Pass-Effekte durch in-
homogene Leistungsdichteverteilung
Maßstabsübertragung stark begrenzt
durch limitierte Leistung der erhältlichen
Geräte
mögliche Kontaminierung des Produktes
mit Metall durch Kavitation
Homogenisation gute Reproduzierbarkeit Scherstress
Energiedichte unabhängig von
Viskosität des Stoffsystems
Durchsatz ist an Homogenisierdruck
gekoppelt
hohe Energiedichte geringe Verweildauer im Dispergierspalt
kleiner Partikel erzielbar als bei
Kalthomogenisation
Übergang von Wertstoff aus
geschmolzenem Fett in die wässrige
Phase möglich
• Heiß-
homogenisation
hohe Lipidkonzentrationen realisierbar Hitzestress
stabile Dispersionen Komplexität des Kristallisationsschrittes
kaum Hitzestress großer Energieeintrag nötig • Kalt-
homogenisation kein Übergang von Wertstoff in die
wässrige Phase
Wertstoffeintrag in die Fettphase erfordert
Schmelzen des Lipides
kein Kristallisationsschritt nötig (keine
Probleme mit unterkühlten Schmelzen
oder Polymorphismus)
meist große Partikel mit breiter Verteilung
Grundlagen 12
Verfahren Vorteile Nachteile
• Gegenstrahl-
dispergierung
keine beweglichen Teile, einfach
aufgebaut
unter Luftabschluss
keine Kavitation
kleinere Tropfen bei gleicher
Energiedichte
kontinuierliche Herstellung (dadurch
geringere Emulgatormenge nötig)
[DAHMS, HEGMANN 2003]
Membranemulgieren energieeffizienter (da keine Erwärmung
durch Zerkleinerungsschritt), weniger
Energie nötig
zum Aufkonzentrieren der dispersen
Phase für große Dispersphasenanteile ist
Rezirkulation nötig
kleine Tröpfchengröße
enge Tröpfchengrößenverteilung
Neben den mechanischen Verfahren zur Herstellung von Dispersionen, ist auch eine
nichtmechanische Herstellung möglich. Einen Überblick der nichtmechanischen Methoden
für die Herstellung von Dispersionskolloiden gibt Tab. 2-2.
Tab. 2-2: Vor- und Nachteile nichtmechanischer Herstellungsverfahren [BUNJES, Siekmann 2006, Schubert 2005, Mehnert, Mäder 2001, Schuchmann, Danner 2004]
Verfahren Vorteile Nachteile
Fällung aus
Lösungsmitteln
kleine Partikelgrößen schlechte Lagerstabilität, schneller Anstieg der
Partikelgröße
kein Hitzestress geringe Lipidkonzentration
Verwendung organischer Lösungsmittel
Fällung aus O/W
Mikroemulsionen
einfacher Prozess ohne
Spezialapparate
Waschen der Partikel nach der Fällung nötig
(mögliche Reduzierung des Wertstoffes in der
wässrigen Phase und an der Oberfläche der
Partikel und Einfluss auf Langzeitstabilität
durch Auswaschen der Emulgatoren
kein Scherstress Prozess der Partikelbildung durch Fällung
kaum untersucht
Lagerprobleme (Langzeitstabilität)
geringe Lipidkonzentration, hohe
Emulgatorkonzentration
Grundlagen 13
Verfahren Vorteile Nachteile
RESS-Verfahren
(Rapid Expansion
of Supercritical
Solution)
lösungsmittelfrei, materialschonend schnelle Agglomerisation (kontrollierbar durch
Entspannung des CO2 in eine wässrige
Tensidlösung) [HERMELING, WEBER 2009]
PIT
(Phaseninversions-
temperaturmethode
Mikroemulsionen mit erhöhter Tem-
peraturstabilität und erweitertem
Konzentrationsbereich möglich
definierte Temperatur (abhängig von PIT) darf
während Emulgierung nicht unterschritten
werden
Emulsionen mit monomodaler
Verteilung möglich
Im Folgenden wird auf die wichtigsten Herstellungsverfahren für SLN/NLC eingegangen.
Die am häufigsten verwendete Methode ist dabei die Hochdruckhomogenisation . Die
Zerkleinerung in Homogenisierdüsen findet in verschiedenen Strömungsbedingungen
statt. Es kann zu einer Überlagerung von laminaren Dehnströmungen, turbulenten
Strömungen und Kavitation kommen. Radialdiffusoren bilden die am weitesten verbreitete
Bauform der Homogenisierdüse. Sie bestehen im Wesentlichen aus einem Ventilsitz und
einem einstellbaren Ventilstempel (siehe Abb. 2-5 a) und sind in einer Vielzahl von
Bauformen erhältlich. Eine konische Gestalt (siehe Abb. 2-5 b) hat dabei den Vorteil, dass
durch den optimalen Winkel bei gleicher Druckdifferenz kleinere Tropfen erzielt werden
können. Der Einfluss der Düsengeometrie auf die Nutzung der eingebrachten Energie
wurde unter anderem von SAUTER, SCHUCHMANN (2007) untersucht.
h
a) b)
h
a) b)
Abb. 2-5: Homogenisierdüse (a) Flachventil und (b) konische Flachdüse
Laut STANG et al. (2001) findet in Radialdiffusoren die Zerkleinerung hauptsächlich
aufgrund von Trägheitskräften in turbulenter Strömung statt. Da die Technologie der
Hochdruckhomogenisation durch ihren großindustriellen Einsatz (Molkereien) bereits gut
etabliert ist, ist ein upscale vom Labormaßstab auf den großtechnischen Maßstab, je nach
verfügbarem Equipment, einfach umzusetzen [BUNJES, SIEKMANN 2006].
Bei der Herstellung von O/W-Emulsionen mittels Hochdruckhomogenisation verringert
sich die Tröpfchengröße bei konstanter Energiedichte mit sinkender Viskosität des Öles
Grundlagen 14
[SCHUBERT 2005]. Der Einfluss der Viskosität der kontinuierlichen Phase nimmt mit
sinkendem Molekulargewicht des Emulgators ab [STANG et al. 2001].
Während der Hochdruckhomogenisation kommt es durch den Eintrag mechanischer
Energie zur Erhitzung der Proben. Zusätzlich ist eine kurzzeitige Erhöhung der
Temperatur aufgrund des angelegten Druckes möglich. Der Einfluss von Hochdruck auf
die Temperaturerhöhung von Wasser wird bei KNORR (1999) beschrieben. In Anwesenheit
von Ölen und Fetten kann die Temperaturerhöhung sogar weit höher ausfallen als bei
reinem Wasser [KNORR, MATHYS 2008].
Eine weitere Methode SLN/NLC herzustellen bietet die Ultraschall-Dispergierung .
Ultraschall ist neben den konventionellen mechanischen Verfahren eine weitere, relativ
neuartige Möglichkeit zur kontinuierlichen Emulsionsherstellung. Die zentrale Bedeutung
der Tropfenzerkleinerung im Ultraschall kommt der Kavitation zu, die durch örtliche und
zeitliche Druckschwankungen der Ultraschallwellen (> 18 kHz) entsteht. Es muss jedoch
beachtet werden, dass Kavitation nur in unmittelbarer Nähe zur Sonotrode auftritt und der
zerkleinerungsrelevante Bereich deshalb sehr klein ist [BEHREND et al. 2000].
Aufgrund der charakteristischen Abhängigkeit der mittleren Tropfengröße von der
Energiedichte ist davon auszugehen, dass die Kavitation zu hochturbulenten Strömungen
führt. Die Prozessfunktionen sind daher mit denen turbulenter Strömungen vergleichbar.
[SCHUBERT 2005, SCHUCHMANN, DANNER 2004, ]
2.1.3 Wertstoffbeladung von SLN/NLC
Aufgrund der hohen Beweglichkeit der Wertstoffmoleküle im Öl kommt es bei O/W-
Emulsionen zu einer schnellen Freisetzung [BUNJES, SIEKMANN 2006]. Feste Fettpartikel
ermöglichen den Wertstoffen eine deutlich geringere Mobilität und machen daher eine
kontrollierte Abgabe möglich. Das Freisetzungsprofil ist jedoch stark vom verwendeten
Wertstoff, der Partikelform (Vergleich Kapitel 2.1.4) und mitunter auch von der
Homogenisiertemperatur abhängig [MEHNERT, MÄDER 2001].
Mithilfe der SLN-Technologie können, in Abhängigkeit von der Lipophilität des
Wertstoffes sowie der chemischen Struktur der Fettmatrix hohe Wertstoffbeladungen
erreicht werden [MÜLLER, WISSING 2003]. Dabei werden die Wertstoffe in der Regel in der
Fettphase gelöst. Höhere Gehalte führen schnell zur Kristallisation der Wertstoffmoleküle
oder zu einer kolloidalen Instabilität der Dispersion. Neben der Inkorporation von
Wertstoffen in die Fettmatrix kann es durch den verwendeten Emulgator zusätzlich zur
Bildung von Mizellen/Solubilisaten, gemischten Mizellen, Liposomen oder Wertstoff-
Nanopartikeln kommen [MEHNERT, MÄDER 2001].
Auch muss beachtet werden, dass die Löslichkeit eines Wertstoffes im geschmolzenen
Lipid höher ist als in der festen Lipidphase. Dies kann bei zu hoher Beladung dazu führen,
Grundlagen 15
dass bei der Kristallisation des Fettes (Vergleich Kapitel 2.1.5) Wertstoff aus den Partikeln
gedrückt wird, der anschließend kristallin in der Dispersion vorliegt. Dabei zeigen vor
allem reine Triglyceride durch ihre geordnete Kristallstruktur eine schlechtere
Wertstoffinkorporierung als komplexe Lipide [BUNJES, SIEKMANN 2006]. Auch die
Umwandlung der Kristallstruktur während der Lagerung kann zu einer Wertstofffreisetzung
beitragen (Vergleich Kapitel 2.1.5). [MÜLLER, WISSING 2003]
Im Vergleich zu reinen Wertstoff-Suspensionen konnten LI et al. (2009) trotzdem eine
5-fach höhere Bioverfügbarkeit von Quercetin aus SLN nachweisen. Dafür führten sie in
situ-Versuchen mit Ratten durch und zeigten außerdem, dass die Aufnahme
hauptsächlich im Darm und weniger im Magen stattfindet.
Um die Probleme der Beladungskapazität von SLN zu lösen, kam es zur Entwicklung
von Nanostructured Lipid Carriers (NLC). Die Herstellung erfolgt unter dem
zusätzlichen Einsatz von Ölen, da flüssige Fette ein größeres Löslichkeitsvermögen
aufweisen. Zusätzlich kommt es bei der Verwendung chemisch unterschiedlicher
Fettmischungen (unterschiedliche Fettsäurekettenlänge, Mono-, Di-, Triglyceride,
gesättigte und ungesättigte Fette) zu einer unregelmäßigen Kristallstruktur. Die dabei
entstehenden Störstellen bieten Platz für Wertstoffmoleküle [MÜLLER, WISSING 2003]. Ein
Überblick der verschiedenen Modelle zur Wertstoffinkorporierung ist im folgenden Kapitel
(Vergleich Abb. 2-6) zu finden. [BUNJES, SIEKMANN 2006]
Neben der pharmazeutischen Forschung zur Anwendung von SLN/NLC für z.B. die
parenterale Ernährung oder kosmetischen Anwendungen, ist auch ein Einsatz in
Lebensmitteln vorstellbar. Zu den Vorteilen von SLN zählen [MEHNERT, MÄDER 2001]:
• kontrollierte Wirk- bzw. Wertstofffreisetzung
• gezielter Wertstofftransport
• Stabilisierung des Wertstoffes
• gute Verträglichkeit des Trägersystems (keine organischen Lösungsmittel)
• einfache Übertragung auf großtechnische Produktion
Diese Vorteile können neben der Fettstruktur auch durch den gewählten Emulgator
beeinflusst werden. So zeigten RIBEIRO et al. (2006), dass durch die Wahl des Emulgators
die Grenzflächen-Charakteristik von O/W-Emulsionen und infolge dessen die
Oxidationsstabilität des gelösten Carotinoids verbessert werden kann. Hinsichtlich der
Stabilität von Lycopen gegenüber Oxidation konnten RIBEIRO et al. (2003) jedoch keinen
Einfluss des in Emulsionen verwendeten Emulgators feststellen. AZIZ et al. (1971)
ermittelten hingegen einen oxidationshemmenden Einfluss von Tween 80 auf ß-Carotin-
Linoleat-Solubilisate ab Konzentrationen von 0,2 %.
Für die Herstellung von SLN können unterschiedliche Lipide zum Einsatz kommen. Der
Fett-Begriff wird dabei sehr weit gefasst und beinhaltet Mono-, Di- oder Triglyceride,
Grundlagen 16
Fettsäuren, Steroide und Wachse. In Abhängigkeit des verwendeten Fettes kommt es zu
unterschiedlichen Kristallisationsgeschwindigkeiten und verschiedenen Kristallformen. Der
nötige Emulgatoreinsatz wird durch die Hydrophilie der Fette bestimmt. [MEHNERT, MÄDER
2001]
Die Schmelzpunkte der Fette sind von großer Bedeutung für die erzielbare
Partikelgröße durch Dispergierung. Je höher der Schmelzpunkt des Lipids ist desto
größer ist die Viskosität und desto geringer die erzielbare Partikelgröße. Analog führt die
Verwendung höherer Temperaturen zu einer Reduzierung der Viskosität und damit zu
kleineren Partikeln [BUNJES, SIEKMANN 2006]. Übersteigt der Fettgehalt 5-10 %, entstehen
in den meisten Fällen größere Partikel mit einer breiteren Verteilung. [MEHNERT, MÄDER
2001]
Hinsichtlich der Verdaubarkeit fester Fette in Dispersionen machten BONNAIRE et al.
(2008) Untersuchungen mit Tripalmitin. Sie kamen zu dem Ergebnis, dass feste Fette in
geringerem Maße verdaut werden als flüssige. Eine mögliche Kontrolle der
Verdauungsrate bietet Vorteile bei der Entwicklung funktioneller SLN bzw. NLC.
2.1.4 Partikelgröße und -morphologie
Die Partikelgröße von SLN/NLC sinkt in der Regel mit steigendem Emulgator-Fett-
Verhältnis sowie bei steigendem Homogenisierdruck oder –dauer bis sie sich bei einem
Minimum einpegelt [BUNJES, SIEKMANN 2006]. Im Gegensatz zu SLN weisen NLC eine
etwas größere Partikelgröße auf. Der Unterschied ist jedoch gering [SAUPE et al. 2005].
Kolloidale Teilchen haben in Dispersionen häufig unterschiedliche Durchmesser. Je
nachdem welche Verteilung zugrunde gelegt wird, können bei der
Partikelgrößenbestimmung verschiedene mittlere Teilchendurchmesser ermittelt
werden. Allgemein ist der mittlere Durchmesser durch die Formel
)NM/(1
N
M
d)d(nd
d)d(nd)N,M(d
−
∂
∂=∫∫
[2]
definiert. Mit M=1, N=0 wird der mittlere Durchmesser der Anzahlverteilung ermittelt.
d(2,1), d(3,2) und d(4,3) entsprechen demnach einer Längen-, Oberflächen- und
Volumenverteilung. [LAGALY et al. 1997]
Zur Bestimmung der Partikelgröße können unterschiedliche Messmethoden zur
Anwendung kommen. Neben der Ultrazentrifugation und Elektronenmikroskopie sind die
gängigsten Messverfahren das Coulter-Messprinzip, die Photonenkorrelations-
spektroskopie (PCS) sowie die Laserdiffraktometrie (LD), welche sich teilweise ergänzen
und teilweise miteinander konkurrieren. Zur Detektion geringer Verschiebungen des
Grundlagen 17
mittleren Durchmessers eignet sich ein PCS-Gerät. Sollen aber auch Nebenpopulationen
von 1-5 µm erfasst werden, so ist die LD besser geeignet. [MÜLLER, SCHUHMANN 1996]
Bei der Laserdiffraktometrie (LD) werden Partikelgrößen mittels statischer
Lichtstreuung bestimmt. Dabei kommen unterschiedliche Näherungstheorien zum Einsatz.
Für Partikel, deren Durchmesser größer als die Lichtwellenlänge ist (> 5λ), kann die
Fraunhofer-Näherung verwendet werden [LAGALY et al. 1997]. Der Rayleigh-Bereich
umfasst Partikel < λ/6, wobei die Streulichtintensität proportional der 6. Potenz des
Teilchendurchmessers ist. Bei Partikeldurchmessern > λ/6 kommt die Mie-Theorie zum
Einsatz. Sie beschreibt die Lichtstreuung an sphärischen Teilchen in Abhängigkeit vom
Streuwinkel. Die Streulichtintensität ist dabei proportional zur 2. Potenz des
Teilchendurchmessers.
Aufgrund der Anordnung der Detektoren, welche die Lichtintensität beugungswinkel-
bzw. teilchengrößenabhängig messen, wird der Intensitätsverteilung eine
Radialsymmetrie aufgezwungen. Es können daher nur kugelförmige Teilchen unverfälscht
analysiert werden. [MÜLLER, SCHUHMANN 1996]
Für die Berechnung der Teilchengröße mithilfe der Mie-Theorie muss zusätzlich zum
Brechungsindex des Dispersionsmediums die komplexe Brechzahl m der Probe bekannt
sein [KEVELAM et al. 1999]. Diese setzt sich aus einem Realteil - dem Brechungsindex n -
und einem Imaginärteil k, welcher die Absorption durch die Probe wiedergibt, zusammen
[GAUGLITZ 2003].
iknm += [3]
Um den Brechungsindex einer dispergierten Probe bestimmen zu können, wird das
spezifische Brechungsinkrement ν wie folgt berechnet [KECK 2006].
−==
→= c
nnlim
dcdn
ν 1
0c0c
[4]
Dabei sind n und n1 die Brechungsindizes der Dispersion bzw. des Dispersionsmediums
und c die Konzentration der Partikel in g/ml. Zur Extra- bzw. Interpolation der spezifischen
Brechungsinkremente für bestimmte Wellenlängen wird folgendes Verhältnis verwendet
[WU et al. 1994].
2λ
1ν ∝ [5]
Wird ν mit 100 multipliziert und der Brechungsindex des Dispersionsmediums addiert,
ergibt sich der Brechungsindex der dispersen Phase. Für die Bestimmung des
Grundlagen 18
Imaginärteils k wird die Formel zur Berechnung des Absorptionskoeffizienten α nach k
umgestellt.
π4αλ
k = [6]
Die experimentelle Ermittlung von α erfolgt dabei über das Lambert-Beersche Gesetz, in
welchem I0 für die Ausgangsintensität des Lichtes und I für die Lichtintensität nach
Durchdringen der Schichtdicke L steht.
cLεII
logE0
=
−= [7]
Das Verhältnis I/I0 wird als Transmissionsgrad bezeichnet. ε steht für den molaren
dekadischen Extinktionskoeffizienten. Da die Lichtintensität I auch mit folgendem
Verhältnis beschrieben werden kann,
Lα0eII −= [8]
ergibt sich für die Extinktion folgende Gleichung.
Lα)elog(II
logE0
=
−= [9]
Daraus folgt, dass bei einer Schichtdicke von 1 cm der Absorptionskoeffizient der um den
Faktor log(e) reduzierten Extinktion entspricht. Die genaue Bestimmung der optischen
Parameter ist von enormer Bedeutung für das Messergebnis. Neben der Partikelgröße
wird auch die Breite und Art (mono-/di-/trimodal) der Verteilung dadurch beeinflusst [KECK
2006].
Eine einfache photospektrometrische Methode der Teilchengrößenbestimmung unter
Verwendung der Mie-Theorie ist bei LANGE (1968) zu finden. Hierbei wird der mittlere
Teilchenradius durch Messung der spezifischen Trübung, des Brechungsinkrements und
der Dichte der Dispersion berechnet. Durch eine Variation der Messstrahlgeometrie
lassen sich mit dieser Methode sogar Partikelgrößenverteilungen bestimmen [STEINKE et
al. 2009].
Die Messmethode der Photonenkorrelationsspektroskopie (PCS) wird auch als
dynamische Lichtstreuung, quasielastische Lichtstreuung (QELS) oder Laser-Doppler-
Spektroskopie bezeichnet und ermittelt die Partikelgröße durch Messung der
ungeordneten Bewegung kolloidaler Teilchen. Diese bewegen sich umso langsamer, je
größer sie sind. Es wird der hydrodynamische Durchmesser nach der Stokes-
Einsteinschen Gleichung bestimmt. [LAGALY et al. 1997]
Grundlagen 19
Dπη3Tk
dd
Bh = [10]
Dabei ist D der Diffusionskoeffizient, ηd die Viskosität des Dispersionsmittels, T die
Temperatur und kB die Boltzmannkonstante. Der Durchmesser ist nicht äquivalent zum
Anzahl- oder Volumendurchmesser und entspricht am ehesten d(6,5). [LAGALY et al. 1997]
Die Teilchen dürfen sich während der Messung nur unter der Brownschen
Molekularbewegung, folglich unabhängig voneinander, bewegen. Konvektionsströmungen
durch unzureichende Temperaturkonstanz oder Sedimentation müssen ausgeschlossen
werden. Um Mehrfachstreuung zu vermeiden, müssen die Dispersionen stark verdünnt
gemessen werden, was zu einer Verfälschung des Messergebnisses führen kann.
[LAGALY et al. 1997, MÜLLER, SCHUHMANN 1996]
Neben dem mittleren Teilchendurchmesser lässt sich mithilfe der PCS auch der
Polydispersitätsindex (PdI) bestimmen. Dieser ist ein Maß für die Breite der Verteilung. Je
niedriger die Werte des PdI, desto enger ist die Partikelgrößenverteilung. Dispersionen
mit einem PI von 0,03-0,06 werden dabei als monodispers bezeichnet. Mit Werten von
0,1-0,2 gilt die Partikelgröße als eng verteilt, bei Werten von 0,25-0,5 als breit verteilt. Bei
Werten oberhalb von 0,5 gilt das Messergebnis als nicht auswertbar. [MÜLLER,
SCHUHMANN 1996]
Da sowohl LD als auch PCS nur indirekt die Partikelgröße bestimmen, sind
Abweichungen der Ergebnisse der beiden Messmethoden möglich. Ursachen dafür sind
unter anderem eine bimodale Verteilung, eine raue Oberfläche der Partikel oder eine von
der Kugelgestalt abweichende Partikelform [MEHNERT, MÄDER 2001]. Die verschiedenen
Partikelformen und Modellvorstellungen von SLN und NLC sind in Abb. 2-6 dargestellt.
Emulsion SLN NLC
a b c
Emulsion SLN NLC
a b c
Abb. 2-6: Modellvorstellungen der Partikelform von SLN und NLC
Im Gegensatz zu kugelförmigen Emulsionstropfen kann es bei der Kristallisation von
Triglyceriden zur Ausbildung von Plättchen kommen, die in Schichten übereinander liegen
Grundlagen 20
[WESTESEN et al. 2001]. Dies ist auf die Homogenität des verwendeten Lipids
zurückzuführen, welches mehr oder weniger perfekte plättchenförmige Kristalle der ß-
Modifikation (Vergleich Kapitel 2.1.5) bildet.
MÜLLER et al. (2000) beschreiben drei mögliche Modelle für die Struktur von SLN
(siehe Abb. 2-6 a-c). Werden SLN durch Kalthomogenisation ohne Emulgator hergestellt,
kann die Fettmatrix als feste Schmelze vorliegen, in welcher der Wertstoff molekular
dispergiert ist (a). Durch Heißhomogenisation und Emulgatoreinsatz kann es während des
Herstellungsprozesses zu einem Austritt des Wertstoffes aus den Partikeln kommen.
Kühlen diese ab, wird der Wertstoff wieder in die Partikel aufgenommen und es bildet sich
eine wertstoffreiche Schale - core-shell-Modell (b). Die dritte Möglichkeit (c) stellt ein
wertstoffreicher Kern dar. Die Anreicherung von Wertstoff im Partikelkern ist möglich,
wenn die Partikel von außen nach innen kristallisieren und damit die Wertstofflöslichkeit in
der Schale sinkt. Trotz der Annahme, dass der Wertstoff im core-shell-Modell in der
äußeren Schicht inkorporiert wurde, stellten LI et al. (2009) eine verzögerte Freisetzung
von Quercetin aus SLN im Vergleich zu einer reinen Quercetin-Suspension fest.
Gefrierbruch-TEM-Aufnahmen von Trimyristin (C14) zeigen, dass bei Partikelgrößen
(PCS) von 120 nm nur 1-5 Lipidschichten übereinander liegen. Es wird daher von
MEHNERT, MÄDER (2001) gefolgert, dass ein großer Teil des Wertstoffes auf der
Oberfläche der Partikel vorliegt. Dies widerspricht dem Ziel der SLN-Technologie den
Wertstoff vor Abbau zu schützen und eine kontrollierte Freisetzung zu gewährleisten.
Auch ILLING et al. (2004) zeigen für Tripalmitin die Bildung von Plättchenstapeln ab einer
Konzentration von 4 % Lipid. Die Abstände der Plättchen werden dabei durch die
Konzentration an Stabilisatoren beeinflusst. Einen Einfluss auf die Langzeitstabilität
konnten sie nicht feststellen.
Chemisch heterogene Mischungen von Lipiden (NLC) und Emulgatoren sollen
hingegen zur Bildung kugelförmiger Partikel führen (siehe Abb. 2-6 NLC unten) [MEHNERT,
MÄDER 2001]. JORES et al. (2004) schlossen für NLC jedoch auf eine Struktur, bei welcher
das flüssige Fett nicht in die feste Lipidmatrix inkorporiert ist, sondern an der Oberfläche
in Form einer Flüssigkeitsschicht bzw. tropfenförmig vorliegt (siehe Abb. 2-6 NLC oben).
Sie bezeichnen diese Struktur als „Nanospoon“.
Nichtspärische Partikel bieten den Vorteil einer vergrößerten Oberfläche. Dadurch ist
die Anlagerung an die Magen- bzw. Darmwand verbessert [SCHNEEEWEIß, REHAGE 2005].
Ein Nachteil ist jedoch der erhöhte Emulgatorbedarf, um plättchenförmige Partikel zu
stabilisieren [MEHNERT, MÄDER 2001].
Grundlagen 21
2.1.5 Kristallstruktur des Fettes
Die Struktur der Fettmatrix in SLN und NLC hat einen großen Einfluss auf die
Eigenschaften der Formulierungen. Je nach verwendetem Fett kann es bereits bei
Körpertemperatur zum Schmelzen der Partikel kommen. Obwohl diese Formulierungen
nach der Aufnahme die Vorteile der festen Struktur verlieren, bieten sie Möglichkeiten wie
z.B. eine erhöhte Lagerstabilität [BUNJES, SIEKMANN 2006].
Das Schmelzverhalten kolloidaler Lipide wird stark von deren Partikelgröße
beeinflusst und kann mithilfe der Gibbs-Thomson-Gleichung beschrieben werden.
S
S
0,S
S
0,S
S0,S
H∆rVγ2
TT
lnT
TT−=≈
−− [11]
Dabei ist TS die Schmelztemperatur eines Partikels mit Radius r, TS,0 die
Schmelztemperatur des Bulk-Materials, γ die Grenzflächenspannung, V das spezifische
Volumen des Feststoffes und HS die Schmelzenthalpie. Je kleiner die Partikel, desto
kleiner ist der Schmelzpunkt. Dieser kann in kolloidalen Triglyceridpartikeln 20-30 °C unter
dem Schmelzpunkt des Bulk-Materials liegen. [BUNJES, WESTESEN 2001] Eine
Zusammenfassung der Schmelzpunkte unterschiedlicher Kristallformen in Abhängigkeit
der Fettsäure-Kettenlänge ist in Tab. 2-3 zu sehen.
Tab. 2-3: Schmelzpunkte der Kristallformen von Triglyceriden [GARTI, SATO 1988]
Länge der
Fettsäurekette
α β´ β
C14 31,0-32,8 °C 41,0-51,0 °C 56,0-58,5 °C
C16 44,7-46,0 °C 53,6-56,6 °C 66,0-66,4 °C
C18 54,7-55,0 °C 61,6-63,2 °C 73,0-73,5 °C
Für die Kristallisation der Partikel ist das Vorhandensein von Kristallisationskeimen nötig.
Bei spontaner Keimbildung wird von homogener Nukleation gesprochen. Kommt es
aufgrund von Verunreinigungen zur Keimbildung, liegt eine heterogene Nukleation vor.
Die homogene Nukleation findet bei niedrigeren Temperaturen als die heterogene
Nukleation statt. Auch bilden sich in kleinen Tropfen weniger Kristallisationskeime, was die
Kristallisation zusätzlich verzögert und zum Auftreten unterkühlte r Schmelzen führt. Je
kleiner die Partikel, desto niedriger die Kristallisationstemperatur. Die Differenz zwischen
Schmelzpunkt und Kristallisation kann bis zu 30-40 Kelvin betragen [MEHNERT, MÄDER
2001, BUNJES, WESTESEN 2001]
Grundlagen 22
Partikel, die als unterkühlte Schmelze vorliegen, zeigen die Vorteile von Emulsionen
(höhere Beladungskapazität, einfacher zu stabilisieren), jedoch können sie die möglichen
Vorteile von festen Fettpartikeln nicht bieten [BUNJES, SIEKMANN 2006].
In Abhängigkeit der Abkühlungsgeschwindigkeit bilden sich unterschiedliche
Kristallformen (Polymorphismus) . Bei schneller Abkühlung von Trimyristin (80 K/min)
kommt es zur Bildung der α-Form, während bei einer langsameren Abkühlung (0,4 K/min)
direkt die β´-Form entsteht. Eine zeitliche Umwandlung der α-Form in die stabile β-Form
tritt sowohl bei der Suspension als auch beim Bulk-Material auf, ist jedoch bei der
kolloidalen Formulierung deutlich schneller. Die Stabilität der α-Form steigt dabei mit
zunehmender Fettsäure-Kettenlänge und steigender Partikelgröße. [HERNQUIST 1984,
BUNJES, WESTESEN 2001, BUNJES, SIEKMANN 2006]
Um kolloidal vorliegende Triglyceride über längere Zeit in der α-Modifikation zu halten,
müssen Stabilisatoren zum Einsatz kommen. Dies ist unter Zugabe des Gallensalzes
Natriumglycocholat ebenso wie durch Zugabe von hydrogeniertem, gesättigtem
Sojabohnen-Lecithin möglich. [WESTESEN et al. 2001, BUNJES et al. 2007]
Durch die Verwendung von höher-schmelzenden Emulgatoren (Lecithin, Tween 60)
konnten HELGASON et al. (2009) zeigen, dass es zu einer heterogenen Kristallisation des
Fettes kommt. Diese wird durch die Kristallisation des Emulgators ausgelöst und führt zu
einer weniger geordneten Kristallstruktur im Partikelinneren. Dadurch ist es ihnen möglich
ß-Carotin im Inneren der Partikel vor Oxidation zu schützen. Weitere Untersuchungen zur
Abhängigkeit der Kristallisation vom verwendeten Emulgator führten POVEY et al. (2007)
durch.
Für komplexe Triglyceride, wie Witepsol H42, wurden sogar stabilere polymorphe
Formen als im Bulkmaterial gefunden. Diese bildeten sich schon nach kurzer Lagerzeit
(Tage bis Wochen), wohingegen das Bulkmaterial auch nach Jahren die metastabile β´-
Form aufwies [WESTESEN et al. 2001]. Es wird in den Untersuchungen deutlich, dass
dispergierte Fette hochdynamische Systeme darstellen, in denen es nicht nur während
der Kristallisation sondern auch durch polymorphe Umwandlungen und
Alterungserscheinungen zu Veränderungen kommt [BUNJES, WESTESEN 2001].
Nach SAUPE et al. (2005) kommt es bei zusätzlicher Verwendung flüssiger Lipide zu
einer Verringerung der Kristallisations- und Schmelztemperatur im Vergleich zu SLN
sowie zu einer schnelleren Umwandlung der festen Fettanteile in die ß-Modifikation nach
der Kristallisation.
In Abhängigkeit der Fettkristallstruktur bilden sich unterschiedliche Partikelformen .
So haben Triglycerid-Partikel in α-Modifikation oft eine kugelförmige Struktur, während
Partikel in β-Modifikation eine plättchenförmige Struktur aufweisen (Vergleiche Abb. 2-6 in
Kapitel 2.1.5) [BUNJES et al. 2007]. Polymorphe Umwandlungen können daher einen
Grundlagen 23
großen Einfluss auf die physikalische Stabilität der Suspension, wie auch auf ihre
Beladungskapazität haben [BUNJES, WESTESEN 2001]. In unterkühlten Schmelzen kann
am meisten Wirk- bzw. Wertstoff gelöst werden, gefolgt von der α- und ß´-Modifikation.
Die Inkorporierungsrate der ß-Modifikation ist am schlechtesten. [MEHNERT, MÄDER 2001]
Für Vitamin A-beladene SLN zeigten JENNING et al. (2000), dass durch die Umwandlung
von ß’ zu ß eine verstärkte Wertstofffreisetzung stattfindet. Dies geschieht analog zu einer
Reduzierung amorpher Regionen. Der Wertstoff wird daher aus den SLN-Partikeln
gedrückt. Diesen Effekt beobachteten sie vor allem für Formulierungen, welche nur mit
einem Emulgator stabilisiert wurden. Mithilfe von Emulgatormischungen verlangsamte
sich die Umwandlung, was zu einer retardierten Freisetzung führte.
In vivo-Studien zur Aufnahme von SLN/NLC sind bisher sehr begrenzt. Es ist jedoch
davon auszugehen, dass es im Magen durch den Einfluss des pH-Wertes zu einer
Aggregation der Partikel kommt. Die Studien konnten eine gesteigerte Bioverfügbarkeit
sowie eine retardierte Freisetzung zeigen. [MEHNERT, MÄDER 2001]
2.1.6 SLN/NLC als disperse Systeme
Dispersionen zählen zu den kolloidale n Systeme n, wenn mindestens eine Dimension
< 1 µm ist. Sie finden in der Industrie vielfältig Anwendung und müssen bis zu ihrem
Einsatz stabil, lagerfähig und möglichst unempfindlich gegen Temperatureinflüsse sein.
Gegenwärtig sind drei Stabilisierungsmechanismen bekannt (elektrostatisch, sterisch,
Verarmungsstabilisierung). Weisen Emulsionen Tröpfchengrößen < 100 nm auf, wird von
Nano- oder Miniemulsionen gesprochen, im Gegensatz zu Mikroemulsionen, welche sich
durch thermodynamische Stabilität, spontane Bildung und optische Transparenz
definieren. [LAGALY et al. 1997]
Die Charakterisierung von Lipid-Dispersionen sowie die Bestimmung ihrer Stabilität
mit analytischen Messmethoden wird erschwert, da komplexe Prozesse eine Rolle
spielen. Dazu zählen neben der kolloidalen Größe auch dynamische Phänomene wie die
molekulare Struktur, unterkühlte Schmelzen (Vergleich Kapitel 2.1.5) und Hysterese-
phänomene. [MEHNERT, MÄDER 2001]
Die Neigung von SLN/NLC zur Bildung halbfester Systeme (Gelierung ) während der
Abkühlung wurde bereits mehrfach beobachtet [FREITAS, MÜLLER 1998, Mehnert, Mäder
2001]. Diese spontane Gelierung tritt nicht bei unterkühlten Schmelzen (Vergleich Kapitel
2.1.5) auf, was auf einen Zusammenhang mit der Kristallisation des Fettes hindeutet
[BUNJES, WESTESEN 2001]. Als mögliche Ursache für das Gelieren einer kolloidalen
Fettsuspension werden viele Faktoren genannt, darunter:
• Scherstress
• intensiver Kontakt zu anderen Oberflächen
Grundlagen 24
• Einfluss von Ionen
• zu schnelle Kristallisation der Fettpartikel
• unzureichende Stabilisierung durch Emulgatoren
• Licht und Temperatur
Ein zu hoher Lipidgehalt kann ebenfalls zu einer Gelierung beitragen. Übersteigt die
Lipidphase einen Anteil von 10 %, kann es durch den Anstieg der Viskosität zur Gelierung
kommen [WESTESEN et al. 2001, BUNJES, SIEKMANN 2006]. Durch die Zugabe von
Tensiden wie Natriumglycocholat, Tyloxapol oder Poloxamer kann eine Gelierung
während der Kristallisation vermieden werden [BUNJES, SIEKMANN 2006].
Aus den genannten Einflussfaktoren kann gefolgert werden, dass vor allem ein
Anstieg der kinetischen Energie mit daraus folgender verstärkter Kollision der Partikel zu
einer Gelbildung führt. Zusätzlich kann es temperaturbedingt zu Veränderungen der
Emulgatormoleküle kommen, welche die Partikel daraufhin nicht ausreichend gegen
Aggregation schützen können.
Über den Einfluss der Lagertemperatur gibt es Untersuchungen von FREITAS UND
MÜLLER (1998b). Sie ermittelten für Compritol SLN für Lagertemperaturen von 8 °C die
beste Stabilität. SAUPE et al. (2005) konnten keinen Einfluss der Lagertemperatur auf die
Langzeitstabilität von SLN und NLC feststellen.
Der Einfluss des Verpackungsmaterial s wurde ebenfalls von FREITAS UND MÜLLER
(1998b) untersucht. Es wurde beobachtet, dass entstehende Flocken in den
Formulierungen immer an den Wänden der Glasgefäße festkleben. Das Silikonisieren der
Probenbehälter (Vials) konnte das Anhaften von SLN an die Glaswand und damit die
Aggregation der Partikel minimieren - die Stabilität der Formulierungen wurde verbessert.
2.1.7 Sprüh-/Gefriertrocknung
Um die Lagerprobleme von flüssigen Systemen zu umgehen und trockene
Formulierungen zu erhalten, wurden Versuche durchgeführt, SLN/NLC sprüh- und
gefrierzutrocknen. Es konnte dadurch eine Steigerung der chemischen und physikalischen
Stabilität von SLN sowie die Verhinderung von Ostwald Reifung und Hydrolysereaktionen
bewirkt werden [MEHNERT, MÄDER 2001]. Die Verwendung von Hilfsstoffen (meist
Kohlenhydrate) ist dabei notwendig, um eine gute Redispergierbarkeit zu gewährleisten
und Partikelwachstum während der Lagerung zu minimieren. Trotzdem ist für die
Redispergierung oft ein zusätzlicher Energieeintrag in Form von Ultraschall notwendig.
[BUNJES, SIEKMANN 2006]
FREITAS, MÜLLER (1997) ermittelten den minimalen Schmelzpunkt der Fette für welche
eine Sprühtrocknung möglich ist mit 65 °C. Da das verdunstete Wasser e inen Schutz
der Fettpartikel vor Hitze bietet, erreicht das Produkt in der Regel eine Temperatur, die 15-
Grundlagen 25
20 Kelvin unter der Produktauslasstemperatur liegt. Im trockenen Zustand nehmen sie
maximal die Temperatur der Abluft an. Ein Anhaften der Partikel an die Glasoberfläche
während der Sprühtrocknung kann durch hohe Luftgeschwindigkeiten reduziert werden
(Aspirator), jedoch steigt damit die Gefahr des Produktverlustes (vor allem kleiner
Partikel) über die Abluft. Das Produktdesign wird maßgeblich durch das verwendete
Material bestimmt, kann aber durch eine gezielte Wahl des Verfahrens sowie der
Betriebsbedingungen beeinflusst werden [RÄHSE, DICOI 2009].
Durch die Temperaturerhöhung und die Scherkräfte beim Sprühtrocknen kommt es zu
einer verstärkten Kollision der Fettpartikel, was zu Aggregation führen kann. Um dies zu
verhindert, ist eine Verdünnung der Ausgangsformulierung sinnvoll. Eine Reduzierung der
Fettkonzentration auf 1 % bei Versuchen von FREITAS UND MÜLLER (1997) führte zur
Reduzierung der Anzahl größerer Partikel. Verdünnungen unter 1 % Lipid erzielten keine
zusätzliche Verbesserung der Ergebnisse. Weiterhin führten sie Versuche zum Einfluss
von Kohlenhydraten auf die Stabilisierung der Partikel durch. Je höher die Konzentration
der eingesetzten Hilfsstoffe, desto größer war die schützende Schicht um die Partikel.
Dies führt zu geringerer Aggregation und größerem Schutz vor Hitze. Die besten
Ergebnisse wurden mit Konzentrationen von 25 % Trehalose erzielt. Außerdem erleichtert
der Einsatz von Hilfsstoffen die Benetzung der pulverförmigen Formulierungen und damit
ihre Redispergierbarkeit.
Der Effekt des Schutzes vor Aggregation durch Kohlenhydrate wird ebenso für die
Gefriertrocknung genutzt. Trehalose und Saccharose sind besonders geeignet, aber
auch Glucose und Maltose sind einsetzbar. Die besten Ergebnisse werden erzielt, wenn
der Cryoprotektor bereits bei der Herstellung zugesetzt wird. Ein Cryoprotektor/Lipid-
Verhältnis von 2,6-3,9 wird empfohlen. [MEHNERT, MÄDER 2001]
Die Gefriertrocknung ist nicht für alle Formulierungen anwendbar. So wurden
getrocknete Triglyceridpartikel untersucht, welche eine schlechte Redispergierbarkeit
aufwiesen und eine deutliche Zunahme der Partikelgröße nach einer Lagerzeit von 12
Monaten zeigten, was auf Sinterprozesse zurückgeführt wurde [BUNJES, SIEKMANN 2006].
Durch Eiskristalle beim Einfrieren können die Partikel außerdem aneinandergedrückt
werden, wodurch es zur Koaleszenz kommen kann [MYERS 2006]. Andere
Forschergruppen ermittelten ein langsames Einfrieren der Proben als vorteilhafter
[MEHNERT, MÄDER 2001].
Grundlagen 26
2.2 ß-Carotin
2.2.1 Vorkommen und Struktur
Carotinoide sind natürliche Pigmente und mit über 600 Formen in der Natur weit
verbreitet. Sie kommen sowohl in Pflanzen, Mikroorganismen als auch im Tierreich vor
und besitzen eine gelbe bis rote Farbe. Durch die unterschiedliche chemische Struktur
bieten sie eine Vielzahl an Funktionen. In Pflanzen z.B. ist ihre Wirkung als
Lichtsammelkomplex bei der Photosynthese essentiell. Für die menschliche Gesundheit
spielt die Wirkung als Photoprotektor und Antioxidant eine große Rolle. Sie beugen z.B.
Krebs und Herzerkrankungen vor und können zu Vitamin A abgebaut werden. Im Tierreich
zeigen Carotinoide durch eine teilweise geschlechtsspezifische Färbung außerdem eine
Schutzfunktion.
Die vielfältigen Funktionen der Carotinoide werden durch ihre physikalischen und
chemischen Eigenschaften bestimmt. Diese sind durch die molekulare Struktur definiert
(siehe Abb. 2-7).
9 1
13
17'16'
3'18'
16 17
18
9' 13' 1
3
1'
5
Abb. 2-7: Struktur von all-trans-ß-Carotin
Die Geometrie der Moleküle (Größe, Form, Vorhandensein von funktionellen Gruppen)
beeinflusst dabei den Einbau in zelluläre und subzelluläre Strukturen. Die konjugierten
Doppelbindungen der Kohlenstoffkette, welche das Chromophor bilden, haben Einfluss
auf die photochemischen Eigenschaften sowie die chemische Reaktivität und bestimmen
damit maßgeblich die Eigenschaften der Carotinoide.
Die Trivialnamen der Carotinoide wurden meist nach der Quelle benannt, aus welcher
das jeweilige Carotinoid erstmals isoliert wurde. Sie werden ergänzt durch die Art der
Endgruppen. ß-Carotin heißt, exakt bezeichnet, ß,ß-Carotin.
Aufgebaut sind Carotinoide aus acht Isopreneinheiten, die ein Skelett aus 40
Kohlenstoffatomen bilden. Dieses kann durch Ringbildung an einem oder beiden Enden,
durch Hydrierung bzw. Dehydrierung oder durch das Anlagern sauerstoffhaltiger
funktioneller Gruppen modifiziert werden. Aufgrund von Isomerisierung der Kohlenstoff-
Doppelbindungen sind zusätzlich unterschiedliche Konfigurationen möglich. Das
Vorhandensein von cis-Doppelbindungen schafft eine größere sterische Behinderung
Grundlagen 27
zwischen den nahegelegenen Wasserstoffatomen und/oder Methylgruppen. cis-Isomere
gelten daher als thermodynamisch instabiler als die trans-Formen und neigen weniger
schnell zur Kristallisation. Sie können meist leichter gelöst, absorbiert und transportiert
werden, als ihre all-trans Gegenstücke und sind in Folge dessen besser bioverfügbar.
Zur Isomerisierung von Carotinoiden kann es durch thermische und photochemische
Prozesse kommen. Einfluss kann dabei außerdem das Vorhandensein von Katalysatoren,
Säuren, aktiven Oberflächen oder Enzymen haben. Der Anteil der durch thermische
Einwirkung gebildeten Isomere wird unter anderem durch die Höhe der Temperatur und
die Dauer der Temperatureinwirkung beeinflusst. Dieser Effekt kann – deutlich
verlangsamt – auch bei Raumtemperatur beobachtet werden [BUNNELL et al. 1958].
[BRITTON et al. 2008, BRITTON 1995]
Experimente mit Tomaten durch NGUYEN et al. (2001) zeigten, dass vor allem all-
trans-ß-Carotin und all-trans-Lutein zur Isomerisierung während des Kochvorgangs
neigen. Als mögliche Ursachen nennen sie die weniger geordnete Struktur dieser
Carotinoide aufgrund der ß-Ionon-Ringe, die kürzeren Chromophore sowie vor allem die
unterschiedliche Lokalisierung in den Zellen. Außerdem wurde ermittelt, dass das
Vorhandensein von Öl keinen Einfluss auf die thermische Stabilität von Carotinoiden hat.
MIEBACH et al. (2004) hingegen stellten eine vermehrte Isomerisierung von ß-Carotin aus
Möhren durch den Einfluss von Sonnenblumenöl fest.
2.2.2 Eigenschaften
Die Lichtabsorption von Carotinoiden beruht auf dem System konjugierter
Doppelbindungen. Es kann durch vergleichsweise geringe Energieeinwirkung zu einer
Anregung der π-Elektronen kommen. Meist ist Licht im sichtbaren Bereich mit einer
Wellenlänge von 400-500 nm dafür ausreichend und führt dazu, dass Carotinoide gelb,
orange oder rot erscheinen.
Die Energie, welche notwendig ist, um die Atome einer Probe anzuregen wird mithilfe
der Absorptionsbande grafisch dargestellt. Die Aufnahme von UV/Vis-Spektren gibt
Aufschluss über das Chromophor und dazugehörige konjugierte Carbonylgruppen, jedoch
nicht über andere funktionelle Gruppen. Daher zeigen z.B. ß,ß-Carotin und seine
Hydroxyderivate, wie Zeaxanthin aufgrund des gleichen Chromophors identische
Spektren. Da gelöste Carotinoide dem Lambert-Beerschen Gesetz unterliegen, ist eine
quantitative Analyse mittels Photospektrometer möglich.
Grundlagen 28
Die Spektren der cis-Isomere zeigen nur geringe, aber einheitliche Abweichungen von
denen der all-trans Form. Dazu zählen:
• hypsochrome Verschiebung des Absorptionsmaximums (gewöhnlich nur 2-6 nm
für mono-cis)
• Hypochromie (geringere Farbintensität)
• Auftreten einer neuen Absorptionsbande (cis-Peak) ungefähr 142 nm unterhalb
der Absorptionsbande der größten Wellenlänge (Messung in Hexan)
Die genaue Energiemenge und damit die Lage der Banden ist stark von der Polarität des
Lösungsmittels abhängig. Die Verschiebung des Absorptionsspektrums wird dabei mehr
von der Polarisierbarkeit des Lösungsmittels beeinflusst als von seiner Polarität. Je größer
der Brechungsindex des Lösungsmittels, desto niedriger ist die Energie der
Absorptionsfrequenz. Das Spektrum wird in Richtung größerer Wellenlänge verschoben
(bathochrome Verschiebung).
In Hexan befinden sich die drei Extinktionsmaxima von all-trans-ß-Carotin bei
Wellenlängen von 425, 450 und 477 nm. Das cis-Isomer (13-cis und 15-cis) zeigt einen
cis-Peak bei 340 nm. Dieser ist beim 15-cis-Isomer aufgrund der zentralen Lage der cis-
Doppelbindung deutlicher ausgeprägt. Bei peripherer Lage ist der Peak schwächer.
[BRITTON 1995, BRITTON et al. 1995b, BRITTON et al. 2004]
Aufgrund ihrer starken Hydrophobizität neigen Carotinoide in wässrigen Lösungen zu
Aggregation und Kristallisation . Dadurch kann es zu einer Änderung der physikalischen
Eigenschaften, wie Lichtabsorption und chemischer Reaktivität kommen. Auch die
Löslichkeit und damit die Möglichkeit der Absorption bzw. Bioverfügbarkeit sowie die
Fähigkeit in subzellulare Strukturen einzudringen, können verändert sein. In Membranen
z.B. wird die Aggregation von Carotinoidmolekülen signifikant durch die physikalische
Form der Lipidphase beeinflusst. Eine einfache Methode für die Untersuchung der
supramolekularen Struktur von Carotinoidaggregationen ist die UV/Vis-Spektroskopie.
[BRITTON 1995, BRITTON et al. 2008]
Der Einfluss der Kristallstruktur auf die Lage der Extinktionsmaxima wurde von
verschiedenen Forschergruppen untersucht. GAIER et al. (1991) beschreiben eine
Rotverschiebung des zweiten Peaks von 534 nm auf 607 nm im Vergleich zur
molekularen Lösung in n-Hexan. Diese Verschiebung wird hauptsächlich durch die
Planarität des Kristalls im Vergleich zur Lösung hervorgerufen [SONODA et al. 2007].
Die Absorptionsspektren verschiedener ß-Carotin-Formulierungen sind in Abb. 2-8
dargestellt. Die Spektren der amorphen Nanopräzipitate (Hydrosol (Vergleich Kapitel
2.2.5)) sind im Vergleich mit dem Absorptionsspektrum einer molekularen Lösung in
n-Hexan blauverschoben, die der kristallinen Dispersionskolloide rotverschoben. Auch der
Einfluss der Teilchengröße auf die Bandenstruktur wird in Abb. 2-8 deutlich.
Grundlagen 29
Abb. 2-8: UV/Vis-Absorptionsspektren von ß-Carotin (Konzentration 5ppm), Einfluss von Aggregationsstruktur und Teilchengröße im Vergleich mit der molekularen Lösung in n-Hexan [Horn, Rieger 2001]
Sowohl die Aggregationsstruktur als auch die Teilchengröße haben Einfluss auf die
Farbtonnuance nanodisperser ß-Carotin-Hydrosole. So erscheinen H-Aggregate gelb,
während mit steigendem Anteil an J-Aggregaten und zunehmender Partikelgröße eine
rote Färbung auftritt.
Mithilfe von röntgenografischen Untersuchungen und Modellierung konnte gezeigt
werden, dass ein H-Aggregat in einer „Kartenstapel- (bzw. Fischgräten-)Anordnung“
vorliegt. Das J-Aggregat liegt „Kopf-Schwanz-Verknüpft“ vor und wird offenbar mit
zunehmender Wertstoffkonzentration bei der Fällung gebildet. Die Anwesenheit geringer
Mengen an Öl in der Rezeptur induziert hingegen die Bildung von J-Aggregaten. [Horn,
Rieger 2001, KÖPSEL 1999, AUWETER et al. 1999]
Die Abnahme der Partikelgröße hat laut BRITTON et al. (2008) zusätzlich Wirkung auf
das Absorptionsspektrum. Neben einer größer werdenden Extinktion bei λmax tritt eine
geringere Trübung (geringere Absorption bei λ > 600 nm) auf. Die Lage der Absorptions-
maxima kann außerdem durch den Brechungsindex des Dispersionsmediums, den
pH-Wert sowie durch die Anwesenheit von Salzen beeinflusst werden [BRITTON et al.
2008].
Grundlagen 30
Die schnelle Oxidation der Carotinoide, selbst in kristalliner Form, ist auf die große
Anzahl an Doppelbindungen zurückzuführen. Dabei wird zwischen Autoxidation,
Photooxidation und gekoppelter Oxidation unterschieden. Die Autoxidation stellt eine
Radikalkettenreaktion unter Einwirkung von Sauerstoff dar. Hohe Temperaturen führen zu
einer verstärkten Oxidation, wie auch CINAR (2004) für Carotinoid-Pigmente zeigte. Wirkt
neben Sauerstoff auch Licht auf die Carotinoide ein, kommt es zur Photooxidation. Bei
Ausschluss von Sauerstoff hat Licht daher einen weniger destruktiven Einfluss [BUNNELL
et al. 1958]. Gekoppelte Oxidation tritt in Verbindung mit ungesättigten Fettsäuren auf.
[MACDOUGALL 2002]
Die Oxidationsempfindlichkeit der Carotinoide macht spezielle Lagerbedingungen
unerlässlich. Auch der Einsatz von zusätzlichen Antioxidantien kann die Haltbarkeit der
Carotinoide erhöhen, wie z.B. AX (2003) und RIBEIRO et al. (2004) in Untersuchungen
zeigen.
Die elektronenreiche Polyen-Kette macht Carotinoide anfällig für elektrophile
Reagenzen und Oxidation, bewirkt aber auch ihre Reaktivität gegenüber freien Radikalen.
In Abhängigkeit der Endgruppen, gibt es Unterschiede zwischen den Carotinoiden. So
bewirken z.B. die Elektronen-ziehenden konjugierten Keto-Gruppen von Astaxanthin und
Canthaxanthin eine langsamere Reaktion mit Oxidationsmitteln als bei ß-Carotin. Die
Oxidation ist in der Regel durch ein Ausbleichen, infolge der Zerstörung des
Chromophors, zu erkennen.
In lebenden Organismen stabilisieren Proteine und andere Moleküle die Carotinoide
gegenüber Oxidation. Sind sie jedoch oxidierenden Spezies oder freien Radikalen
ausgesetzt, kommt es auch da zu einem Abbau. [BRITTON 1995]
Bei der Herstellung trockener ß-Carotin-Formulierungen konnten BUNNELL et al.
(1958) zeigen, dass die „Versiegelung“ mit einer Gelatine-Zucker-Matrix die Stabilität des
ß-Carotins verbessern konnte. In Versuchen hinsichtlich der Oxidationsstabilität von
Lycopen-Emulsionen von RIBEIRO et al. (2003) wurde eine größere Abhängigkeit der
Stabilität vom Lebensmittelsystem, in welches sie eingebracht wurden, festgestellt. Eine
hohe Oxidationsrate in Wasser wurde hierbei auf gelösten Sauerstoff zurückgeführt,
während es in Orangensaft zu einer Stabilisierung durch antioxidativ wirkende
Inhaltsstoffe kam. Der Zusatz von α-Tocopherol konnte den oxidativen Abbau von
Lycopen stark reduzieren.
2.2.3 Bioverfügbarkeit
PARKER (1996) und PARKER et al. (1999) geben einen Überblick über die Bioverfügbarkeit
von Carotinoiden bei Menschen. Sie zeigen unter anderem auf, dass in Lipiden gelöste
Carotinoide besser bioverfügbar sind als solche aus Lebensmittel-Matrizes.
Grundlagen 31
Fettersatzstoffe können hingegen vor allem die ß-Carotinaufnahme reduzieren
[WESTSTRATE, VAN HET HOF 1995]. Auch eine gesteigerte Bioverfügbarkeit durch Erhitzung
mancher Lebensmittel wurde nachgewiesen.
Bioverfügbarkeit beschreibt dabei den Anteil des aufgenommenen Wirk- bzw.
Nährstoffes, der absorbiert und damit für seine spezifische Wirkungsweise verfügbar
gemacht wird. Da ein Nachweis der Carotinoid-Aktivität im Organismus kaum möglich ist,
wurde für Carotinoide die Effektivität der Aufnahme bzw. die Einlagerung im Körper als
Bioverfügbarkeit übernommen und als % der zugeführten Menge angegeben. In der
Regel erfolgt eine Bestimmung der Bioverfügbarkeit über die im Blutplasma gemessene
Menge an Carotinoid. Dies wird allerdings erschwert durch schnellen Chylomikron-
Katabolismus, die Aufnahme von Abbauprodukten in die Leber und vor allem durch hohe
Carotinoidgehalte im Blut unabhängig von den durchgeführten Versuchen. Die ermittelten
Werte unterschiedlicher Forschergruppen schwanken daher enorm.
Für Carotinoide sind zwei Gesichtspunkte von Interesse: die Bioverfügbarkeit des
Carotinoids sowie die des Vitamin A. Es wird angenommen, dass 50 % der durch die
Darmschleimhaut aufgenommenen Carotinoide metabolisiert werden. Bezüglich der
Bioverfügbarkeit von natürlichem ß-Carotin gibt es abweichende Ergebnisse. So ermittelte
WERMAN et al. (1999) bei in vivo Versuchen mit Ratten eine bessere Bioverfügbarkeit
natürlicher ß-Carotin-Isomermischungen, während PRYOR et al. (2000) sowie STAHL, SIES
(2005) von einer besseren Bioverfügbarkeit von ß-Carotin-Präparaten berichten.
Bioverfügbarkeit sollte nie mit Wirksamkeit gleichgesetzt werden, da beide durch viele
Faktoren beeinflusst werden können. So haben z.B. Fieber, Schwangerschaft und Stillzeit
Einfluss auf die Wirksamkeit von Carotinoiden. Der Term „Bioverfügbarkeit“ sollte
ausschließlich im Bezug auf die Absorptionsfähigkeit angewendet werden und kann z.B.
durch Ballaststoffe und Parasiten im Darm vermindert sein. Eine Übersicht der
Einflussfaktoren ist bei ERDMAN et al. (1993) zu finden. [PARKER et al. 1999]
Den Einfluss der Partikelgröße auf die Bioverfügbarkeit untersuchte HORN (1989)
an Kälbern. Es wurde eine signifikante Steigerung der Bioverfügbarkeit von ß-
Carotinmikronisaten bei Partikelgrößen von 160 nm im Vergleich zu Partikeln mit 550 nm
festgestellt.
2.2.4 Wirkung auf die menschliche Gesundheit
Zur Wirkung unterschiedlicher Carotinoide und speziell ß-Carotin auf die Gesundheit gibt
es eine Vielzahl an Untersuchungen. Überblicke finden sich bei PRYOR et al. (2000),
STAHL, SIES (2005), BRITTON (1995) und BENDICH, OLSON (1989).
Ihre biologischen Eigenschaften lassen sich in drei Kategorien teilen [OLSON 1989].
Zu den Funktionen (functions) gehören alle essentiellen Aufgaben, die Carotinoide
Grundlagen 32
erfüllen, wie z.B. bei der Photosynthese und Vitamin A-Aktivität. Die Wirkung (actions)
bezieht sich auf die physiologische und pharmakologische Auswirkung, welche sowohl
positiv als auch negativ sein kann, z.B. antioxidative Wirkung, Photoprotektion,
Immunstimulierung, interzelluläre Kommunikation. Die dritte Kategorie stellen die
Zusammenhänge (associations) dar. Sie sind als Korrelationen zwischen
Carotinoidzufuhr und physiologischer oder medizinischer Wirkung definiert, deren
ursächlicher Zusammenhang jedoch unklar ist. Dazu zählen z.B. Zusammenhänge
zwischen der Einnahme von carotinoidreichem Obst und Gemüse, bzw. der ß-
Carotinkonzentration im Blutserum, und einem reduzierten Risiko für Herz-Kreislauf-
Erkrankungen und unterschiedlicher Krebsarten (vor allem Lungen- und Magenkrebs).
Ebenso gibt es Zusammenhänge zwischen Lycopen-reicher Ernährung und einem
vermindertem Risiko für Prostatakrebs. Auch ein abweichender Gehalt von 9-cis-ß-Carotin
im Fettgewebe der Brust von Patienten mit Brustkrebs oder gutartigen Brusttumoren
wurde festgestellt. [PRYOR et al. 2000]
Ein genauer Nachweis der Zusammenhänge von Carotinoiden und deren Wirkung ist
erschwert, da in klinischen Studien bei spezifischen Versuchsgruppen (z.B. Raucher) nur
einzelne Carotinoide untersucht werden können. Dies kann Einfluss auf die
Bioverfügbarkeit im Vergleich zu Carotinoid-Mischungen haben. Auch ist die
Zusammensetzung von Obst und Gemüse sehr komplex. Neben Carotinoiden sind auch
andere biologisch aktive Inhaltsstoffe (z.B. Folsäure, Flavonoide, Ballaststoffe und Vitamin
C) enthalten, die ebenfalls einen Einfluss auf das Risiko schwerer Erkrankungen haben
können [RÖSCH et al. 2003]. Auch synergistische Effekte mit Carotinoiden sind möglich.
Zusätzlich zeigen Personen, die große Mengen an Obst und Gemüse verzehren, oft ein
darüber hinausgehendes gesundheitsförderndes Verhalten, welches schwer in Studien zu
erfassen ist. [PRYOR et al. 2000]
Im lebenden Organismus ist die genaue Wirkung von Carotinoiden weitestgehend
unklar. So ist z.B. die Konzentration der Carotinoide in menschlichem Gewebe deutlich
niedriger, als bei den durchgeführten Studien in Modellsystemen. Neben der
Konzentration ist die Einbettung ins Gewebe an der richtigen Stelle und in der richtigen
Ausrichtung ein wichtiger Faktor für die Wirksamkeit. Dies wird in der Natur durch
Proteinverbindungen realisiert. Im menschlichen Blutplasma transportieren vor allem
(Very) Low Density Lipoproteine (> 75 %) Carotinoide zum Gewebe [PARKER 1989]. In
Geweben, welche Lipoprotein-Rezeptoren enthalten (Leber und Nebennieren), finden sich
die größten Mengen an Carotinoiden - weit mehr als in den Nieren oder im Fettgewebe
[STAHL, SIES 1996]. Eine Übersicht der Stoffwechselvorgänge von Carotinoiden findet sich
in BRITTON et al. (1998).
Grundlagen 33
Es wird davon ausgegangen, dass Carotinoiden eine wichtige Rolle in Membranen
zukommt. Denkbar sind dabei neben einer Schutzwirkung gegen Membranschäden auch
strukturelle Veränderungen wie Festigkeitserhöhung oder Diffusionseigenschaften.
Antioxidative Wirkung von ß-Carotin
Bei Krankheiten wie z.B. Krebs oder Herz-Kreislauf-Erkrankungen spielen
Oxidationsprozesse durch freie Radikale eine wichtige Rolle. Antioxidantien wie
Carotinoide sorgen dafür, dass freie Radikale zu unschädlichen Verbindungen reagieren
oder ausgelöste Kettenreaktionen gestoppt werden. Dabei sind Reaktionen mit Peroxyl-
Radikalen und dem physikalischen und chemischen Quenchen von Singulett-Sauerstoff
wichtig. Letzteres ist effektiver, je mehr konjugierte Doppelbindungen im Molekül enthalten
sind. Carotinoide sind zudem in der Lage, Lipide vor Peroxidation zu schützen, indem sie
radikalvermittelte Reaktionen verhindern. Vor allem der Schutz von LDL vor Peroxidation
ist dabei von Bedeutung, weil diesem eine Rolle bei der Entstehung von Arteriosklerose
zugeschrieben wird. Hinsichtlich der Vorbeugung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind
die Daten für ß-Carotin widersprüchlich. [STAHL, SIES 1996, STAHL, SIES 2005]
Bei in vivo Versuchen mit Ratten ermittelten WERMAN et al. (1999), dass ß-Carotin vor
oxidativem Stress, der durch Alkoholkonsum ausgelöst wird, schützt, in großen Mengen
jedoch die toxische Wirkung steigern kann. Versuche bezüglich des oxidativen Stresses
durch UV-Licht zeigten synergistische Effekte für den Schutz vor UVA-Strahlung bei
Kombination von Antioxidantien mit ß-Carotin. Bei UVB-Strahlung war der Effekt jedoch
nur additiv [BÖHM et al. 1998]. Auch gegenüber freien Radikalen bietet eine Kombination
von ß-Carotin, α-Tocopherol und Vitamin C synergistische Eigenschaften, die durch eine
Regenerierung von ß-Carotin-Radikalen durch Vitamin C erklärt werden [BÖHM et al.
1998b].
Im Gegensatz zu Vitamin E und C, die eine Hydroxylgruppe enthalten und als
effektive Antioxidantien gelten, zeigt ß-Carotin keine universellen antioxidativen
Eigenschaften. Vielmehr sind sie vom untersuchten System abhängig und steigen mit
sinkendem Sauerstoffgehalt [PRYOR et al. 2000]. Übersteigt der Sauerstoffpartialdruck den
von normaler Luft, zeigt ß-Carotin sogar prooxidative Eigenschaften [BURTON, INGOLD
1984].
Antikanzerogene Wirkung von ß-Carotin
Da Tumorzellen weniger mit Sauerstoff angereichert sind als normale Zellen, kann ß-
Carotin effektiv gegen Tumorzellen wirken [PRYOR et al. 2000]. Die antikanzerogene
Aktivität von Provitamin A- und nicht-Provitamin A-Carotinoiden wurde in diversen
Zellkultur- und Tierversuchen untersucht. Dabei wurden für ß-Carotin Hinweise auf eine
Grundlagen 34
Wirkung in Bezug auf Krebs in Lunge, Magen, Darm, Speiseröhre, Mund, Brust und
Prostata gewonnen [PRYOR et al. 2000]. Zwei großangelegte Studien (ATBC-Trail und
CARET) über den Verzehr großer Mengen an ß-Carotin (20-30 mg/Tag) kamen zu dem
Ergebnis, dass Raucher ein erhöhtes Lungenkrebsrisiko aufweisen [HEINONEN et al. 1994,
OMENN et al. 1996]. Untersuchungen an Frettchen durch RUSSELL (2002) zeigten, dass
dies unter anderem auf freie Radikale in der Lunge von Rauchern zurückzuführen ist, die
ß-Carotin oxidieren und damit zu einer Reduzierung des Retinolsäuregehaltes und einem
erhöhtem Lungenkrebsrisiko führen. Diese Ergebnisse beziehen sich jedoch
ausschließlich auf eine ß-Carotindosis, welche die physiologische Menge um ein
Vielfaches überschreitet und damit zu ß-Carotinkonzentrationen im Gewebe führt, die
50-fach über dem normalen Gehalt liegen [PRYOR et al. 2000]. Es wird ebenfalls
angenommen, dass die mitunter prooxidativen Eigenschaften von ß-Carotin eine Rolle bei
der Entstehung von Lungenkrebs spielen [STAHL, SIES 2005].
Zusätzlich zu ihren antioxidativen Eigenschaften bieten einige Carotinoide die
Möglichkeit immunologischer Abwehrreaktionen, das Eingreifen in den Entstehungs-
prozess und das Wachstum von Tumorzellen, die Beeinflussung von Karzinogen-
abbauenden Enzymen sowie die interzelluläre Kommunikation. Letztere spielt auch bei
der antikarzinogenen Wirkung eine große Rolle und wird vor allem durch ß-Carotin und
Cantaxantin stimuliert. [PRYOR et al. 2000, STAHL, SIES 2005]
Vitamin A
Vitamin A ist essentiell an der embryonalen Entwicklung, dem Wachstum und dem
Sehvermögen beteiligt. Der effektivste Vitamin A-Lieferant ist das ß-Carotin, da es durch
zentrale Oxidation zu zwei Vitamin A-Molekülen abgebaut werden kann, wohingegen
andere Provitamin A-Carotinoide ein mol Vitamin A pro mol Carotinoid liefern [PARKER et
al. 1999]. Die Literatur unterstützt dabei die Annahme, dass die zentrale Oxidation von ß-
Carotin zu Retinal von einem zytostatischen Enzym katalysiert wird. Eine nichtzentrale
Spaltung ist ebenfalls möglich und führt zu anderen Oxidationsprodukten. [PARKER 1996]
Die Metabolisierung von Carotinoiden zu Retinal findet vor allem in den Zellen der
Dünndarmschleimhaut statt, zu der sie in Mizellen transportiert werden. Diese Mizellen
werden aus Lipiden und Gallensalzen gebildet [STAHL, SIES 1996]. Retinal wird in intakten
Darmzellen hauptsächlich zu Retinol reduziert, kann aber auch zu Retinolsäure oxidiert
werden. Im Anschluss findet eine nahezu vollständige Veresterung des Retinols mit
16- und 18-C-Fettsäuren statt [PARKER 1996]. Als Retinylester wird Vitamin A zusammen
mit Carotinoiden in Chylomikronen über das Lymphsystem ins Blut transportiert. Da nur
ein Teil des ß-Carotins zu Retinylester umgewandelt wird, bietet z.B. Retinol eine doppelt
so starke Vitamin A-Wirksamkeit [PARKER 1996]. [PARKER et al. 1999, STAHL, SIES 1996]
Grundlagen 35
Wirkung von cis-Isomeren
Bei der Verarbeitung von all-trans-Carotinoiden und carotinoidreichen Lebensmitteln, wie
z.B. Tomaten (Lycopin), kommt es durch eine stattfindende Isomerisierung zur
Verbesserung der Bioverfügbarkeit. Im menschlichen Blut konnten verschiedene
cis-Isomere nachgewiesen werden und auch im Prostatagewebe fanden sich große
Mengen. Der Transport innerhalb von Zellen und zwischen Geweben ist durch die
verbesserte Löslichkeit der cis-Form begünstigt. [BRITTON et al. 2008]
Über die Aufnahme von cis-Isomeren gibt es in der Literatur widersprüchliche
Angaben. In vitro-Simulationen zur Aufnahme von ß-Carotin durch gemischte Fett-
Mizellen im menschlichen Dünndarm zeigten, dass 9-cis-Isomere besser in Mizellen
aufgenommen werden als all-trans-Isomere und damit zu einer besseren
ß-Carotinverfügbarkeit führen [LEVIN, MOKADY 1995]. In Versuchen mit Ratten und
Hühnern wurde neben einer besseren 9-cis-ß-Carotinaufnahme sogar eine gesteigerte
all-trans-ß-Carotinaufnahme festgestellt, wenn sie in Mischungen mit 9-cis-Isomeren
verabreicht wurde [BEN-AMOTZ et al. 1989]. Als mögliche Ursache wird eine geringe
Kristallisationsneigung des all-trans-ß-Carotins in der Mischung vermutet. Einen Einfluss
auf den Retinol- und Retinylestergehalt in der Leber hatte die Mischung im Vergleich zu
reinem all-trans-ß-Carotin nicht [MOKADY et al. 1990]. Andere Forschergruppen berichten
eine schlechte Absorption von 9-cis-ß-Carotin bei Säugetieren und Menschen [VON LAAR
et al. 1996].
Die gemessene Menge an cis-Isomeren im Serum von Menschen ist gering (5 % des
gesamten ß-Carotins) [STAHL, SIES 1996]. Dies ist auf eine Isomerisierung von 9-cis zu
all-trans-ß-Carotin zurückzuführen [YOU et al. 1996, PARKER 1996], welche aber auch
entgegengesetzt möglich ist [STAHL, SIES 1996].
Bezüglich der Provitamin A-Aktivität von ß-Carotin ist eine Isomerisierung ungünstig.
Das all-trans-ß-Carotin ist das beste Provitamin A [BRITTON et al. 2008]. Das 9-cis-Isomer
erreichte hingegen nur bis zu 25 % der Effektivität der all-trans-Form bei Versuchen mit
Ratten. Dies entspricht dem Anteil, welcher bei Ratten während der Verdauung zu
all-trans- und 9,13-cis-ß-Carotin umgewandelt wird [KEMMERER, FRAPS 1945].
2.2.5 Formulieren von ß-Carotin
Carotinoide sind in Wasser nicht löslich und auch in Fetten und Ölen gehen nur geringe
Mengen in Lösung. In kolloiddisperser Verteilung ist eine drastische Erhöhung der
Löslichkeit, die Verbesserung der biologischen Resorption sowie die Modifizierung
optischer, elektrooptischer und anderer physikalischer Eigenschaften möglich. Dies ist
erst mit Teilchengrößen im Bereich von 50-500 nm erzielbar. [HORN, RIEGER 2001]
Grundlagen 36
Gemäß der Kelvin-Gleichung
RTrVγ2
pp
ln0
r =
[12]
steigt der Dampfdruck pr bei gegebener Temperatur T im Vergleich zum
Gleichgewichtsdruck p0 mit abnehmendem Teilchenradius r exponentiell an. γ bezeichnet
dabei die Grenzflächenenergie, V das Molvolumen und R die relative Gaskonstante. Da
die Vergrößerung der Oberfläche von Flüssigkeit zu Gas mit der Erhöhung des
Lösungsdruckes von fest zu flüssig vergleichbar ist, kann die Gleichung auch auf
Feststoffe angewendet werden. Die Abhängigkeit der Sättigungslöslichkeit von der
Partikelgröße wird in der Ostwald-Freundlich-Gleichung beschrieben.
rρRT303,2Vγ2
SS
log0
r =
[13]
Dabei ist Sr die Löslichkeit des Partikels mit dem Radius r, S0 die Löslichkeit eines großen
Partikels und ρ die Dichte des Feststoffes. Unterhalb eines Grenzwertes von r < 1 µm
steigt die Löslichkeit für organische Wirk- und Effektstoffe (typische Werte für γ und V)
drastisch an. [JACOBS 2003, HORN, RIEGER 2001]
Für die Anwendung von Carotinoiden in Fetten und Ölen ist die Herstellung von
Ölsuspensionen durch Vermahlung des Carotinoids in Anwesenheit von Öl eine gängige
Praxis [HORN 1989]. Für das Einbringen von Carotinoiden in wässrige Medien finden
insbesondere die im Folgenden aufgeführten Formulierungen Anwendung.
Schon 1958 wurden Emulsionen entwickelt, welche gelöstes ß-Carotin enthielten
und zu pulverförmigen Produkten verarbeitet werden konnten [BUNNELL et al. 1958]. Dafür
wurde kristallines ß-Carotin durch Erhitzen in Pflanzenölen gelöst und in gelierbaren
Kolloid-Weichmachern emulgiert und stabilisiert. Carotinoide können durch Erhitzung und
anschließende Emulgierung in starker Übersättigung gelöst in den Öltropfen vorliegen
[RIBEIRO, CRUZ 2004, BUNNELL et al. 1958]. Die Beladungskapazität steigt zusätzlich mit
zunehmender trans-cis-Isomerisierung, die durch definierte Temperatureinwirkung
kontrolliert werden kann [HORN, LÜDDECKE 1996].
Die Aufnahme von Wertstoffen durch Lipide wird stark durch ihre Struktur beeinflusst.
Dabei ist z.B. die Anzahl an Doppelbindungen, die Kettenlänge und die
Esterkonzentration von Bedeutung [CAO et al. 2004]. Die Löslichkeit von ß-Carotin in Öl
steigt mit abnehmender FS-Kettenlänge [BOREL et al. 1996].
AX (2004) stellte eine Zunahme der Abbaugeschwindigkeit mit abnehmender
Partikelgröße der Emulsionstropfen fest. Dies ist auf eine Vergrößerung der
Grundlagen 37
Phasengrenzfläche zurückzuführen, die aufgrund der Beweglichkeit des ß-Carotins im Öl
zu einem beschleunigten Abbau führt.
Neueste Untersuchungen zeigen den Einsatz von SLN für die Formulierung von
ß-Carotin [TROMBINO et al. 2009]. HELGASON et al. (2009) konnten durch die Verwendung
höher-schmelzender Emulgatoren Fettpartikel erzeugen, welche größere Anteile der
α-Form aufweisen (Vergleich Kapitel 2.1.5). Dadurch kommt es während der Kristallisation
nicht zu einem Herausdrücken des Wertstoffes, der somit im Partikelinneren vor
Abbaureaktionen geschützt ist.
Liposomen ähneln als Hohlkugeln einer Lipid-Doppelschicht den natürlichen Zellen
[ENGEL et al. 2005]. Aufgrund der starken Krümmung der Phospholipid-Doppelschicht
befinden sich die Partikel in einem thermodynamisch ungünstigen Zustand. Auch die
Stabilität des in die Doppelschicht eingebrachten Wertstoffes kann abnehmen. [BUNJES,
SIEKMANN 2006] Da Carotinoide in lebenden Organismen häufig in Membranen zu finden
sind, bieten Liposomen die Möglichkeit, modellhaft zu untersuchen, wo und wie es zum
Einbau kommt [BRITTON 1995]. AX (2004) ermittelte im Vergleich zu Emulsionen eine
höhere ß-Carotinkonzentration in Zellen bei Verwendung von Liposomen.
Präzipitate werden durch Fällungs- bzw. Kristallisationsreaktionen hergestellt. Zur
Einleitung dieser ist eine übersättigte Lösung in geeigneten Lösungsmitteln notwendig.
Die Übersättigung kann durch Temperatur- oder Druckänderung, Änderung der
Lösungsmittelqualität oder Mischen mit anderen Lösungen (Komponenten im
umgesetzten Zustand unlöslich) hervorgerufen werden [HORN, RIEGER 2001].
Hydrosol wird durch das Lösen von Carotinoiden in wassermischbaren
Lösungsmitteln bei hohen Temperaturen hergestellt. Unter Anwesenheit eines
stabilisierenden kolloidalen Polymers kommt es anschließend zur schnellen Ausfällung.
Mit dieser Methode können Partikelgrößen von 0,1 µm erzielt werden. [HORN 1989] Wird
der Wasser-Alkohol-Mischung Öl hinzugefügt, lassen sich mit dieser Methode auch
Emulsionen herstellen. Ebenfalls möglich ist das Herstellen mizellarer Lösungen
(Solubilisate) von ß-Carotin durch Zusatz von nichtionischen Tensiden wie ethoxylierten
Fettsäuren. [HORN, LÜDDECKE 1996] Neben der Herstellung durch Fällung können
Nanopartikel auch durch Kondensationsverfahren hergestellt werden. [HORN, RIEGER
2001]
Mizellen sind Aggregate aus grenzflächenaktiven Substanzen, die sich bei
Überschreitung der CMC spontan bilden. In einer wässrigen Phase können damit lipophile
Stoffe solubilisiert werden. Werden grenzflächenaktive lipophile Stoffe solubilisiert, kommt
es zur Bildung so genannter gemischter Mizellen. [ENGEL et al. 2005]
Die Vor- und Nachteile unterschiedlicher Formulierungstechnologien sind in Tab. 2-4
aufgeführt. Es wird dabei deutlich, dass keine Formulierungsform in der Lage ist, alle
Grundlagen 38
Aspekte gleichermaßen zu erfüllen. Eine genaue Analyse des Ziels der Entwicklung einer
Formulierung ist daher unabdingbar.
Tab. 2-4: Vor- und Nachteile unterschiedlicher Formulierungen lipophiler Wertstoffe [MÜLLER, WISSING 2003, MEHNERT, MÄDER 2001]
Vorteile Nachteile
Emulsionen keine organischen Lösungsmittel geringes Lösungsvermögen gegenüber
vielen Wertstoffen
große Produktionsmengen durch
Hochdruckhomogenisation möglich
schnelle Wertstoffabgabe
Liposomen hohe Wertstoffkonzentration schlechte physikalische Stabilität,
Aggregation
Membranpermeabilität hohe finanzielle Aufwendung
Steigerung der Produktionsmenge
schwierig
Schutz des inkorporierten Wertstoffes Schutzwirkung stark abhängig von
Partikelform und Kristallstruktur
hohe Fett-Konzentrationen möglich (20-
30%)
Komplexität des Systems durch
Fettstruktur (unterkühlte Schmelze,
Gelierung)
niedriger Emulgatoreinsatz (1%) schlechtes Wertstofflösungsvermögen im
Vergleich zu Emulsionen
einfache Steigerung der
Produktionsmenge
Schmelzemulsionen
(SLN/NLC)
kostengünstig (Bestandteile und
Apparate)
hohe Wertstoffkonzentration Produktionssteigerung schwierig
viele chemische Modifikationen möglich hohe Produktionskosten
Nanopartikel (aus
Polymeren oder
Makromolekülen)
Einsatz unerwünschter Lösungsmittel,
Lösungsmittelrückstände
Für die Anwendung von ß-Carotin-Formulierungen in Lebensmitteln gibt es eine
Vielzahl an Möglichkeiten. Die Farbe von Zitrusgetränken z.B. wird durch Carotinoide
bestimmt. Dabei kommt es je nach verwendetem Ausgangsmaterial in Abhängigkeit der
Sorte, der Erntezeit, des Anbaugebietes und der Wetterbedingungen zu Schwankungen in
der Zusammensetzung der Carotinoide. Das erschwert die Herstellung farblich
einheitlicher Produkte. BUNNELL et al. (1958) führten Versuche durch, bei denen
Orangensäfte durch die Verwendung trockener ß-Carotin-Formulierungen farblich
Grundlagen 39
angeglichen wurden. Das größte Problem während der Lagerung stellte dabei das
verwendete Fett dar, in welchem das ß-Carotin für die Herstellung gelöst wurde. Es kam
zum Aufrahmen oder Ringbildung in den Getränkeflaschen. Zusätzlich führten sie
Versuche zur Anwendung in Käse, Eigelb-Produkten, Eiscreme und Kuchen durch.
Weitere mögliche Anwendungsgebiete sind Brot, Bonbons, Kekse, Sahneprodukte,
Desserts und viele mehr.
Die stabilisierende Wirkung von Polymeren (Polysaccharide, Proteine, Gelatine) für
Anwendungen von Präzipitaten im Lebensmittel- und pharmazeutischen Bereich wurde
von HORN, LÜDDECKE (1996) untersucht. Ziel ist es dabei, die Formulierungen vor
Agglomeration und damit vor möglicher Farbveränderung zu schützen.
Material und Methoden 40
3 Material und Methoden
3.1 Material
Für die Herstellung der O/W-Emulsionen sowie der SLN/NLC–Dispersionen wird als
disperse Phase entionisiertes Wasser verwendet, in welchem der Emulgator gelöst wird.
Die kontinuierliche Phase besteht in der Regel aus Triglyceriden unterschiedlicher
Kettenlänge.
3.1.1 Öle und Fette
Miglyol 812 wird von der Firma Sasol (Witten) zur Verfügung gestellt. Es handelt sich
dabei um ein Medium-Chain Triglycerid (MCT) mit einem Gehalt an Caprylsäure (C10) von
50-65 %, Caprinsäure von 30-45 % und Laurinsäure von < 2 %. Triglyceride der
Fettsäuren C14 (Trimyristin), C16 (Tripalmitin) und C18 (Tristearin) werden von der Firma
Sasol (Witten) bezogen. Tab. 3-1 zeigt die Schmelzpunkte und Viskositäten der
verwendeten Triglyceride. Die Werte der Viskosität bei 40 °C wurden für unterkühlte
Schmelzen des Bulk-Materials extrapoliert [BUNJES et al. 1998].
Tab. 3-1: Schmelzpunkte und Viskositäten der Fette Trimyristin, Tripalmitin und Tristearin
Dynasan 114 Dynasan 116 Dynasan 118
Schmelzpunkt 55-58 °C 66-67 °C 70-73 °C
Viskosität (40 °C) 32 mPas 42 mPas 50 mPas
Viskosität bei (80 °C) 10-11 mPas 12-13 mPas k. A.
Aldo PGHMS (Propylen Glycol High Monostearate) gehört zu der Reihe „Kosher Food
Grade“ und wird von Lonza (Allendale, USA) für die Experimente zur Verfügung gestellt.
Es setzt sich zusammen aus 50-55 % Propylenglycolmonostearat, 20 % Propylen-
glycolmonopalmitat, 15-20 % Propylenglycoldistearat und 5-10 % Propylenglycol-
dipalmitat. Der Schmelzpunkt liegt bei 36-42 °C. Du rch die Mischung aus Mono- und
Diglyceriden wirkt es selbst als Tensid und weist einen HLB-Wert von 3 auf. Die Versuche
werden mit zwei verschiedenen Chargen durchgeführt, deren Unterschiede Tab. 3-2
entnommen werden können.
Aufgrund der Abweichungen zwischen unterschiedlichen Lieferanten oder Chargen
kann die Qualität der SLN stark beeinflussen sein [MEHNERT, MÄDER 2001].
Material und Methoden 41
Tab. 3-2: Chargenabhängige Zusammensetzung und Eigenschaften von Aldo PGHMS
Charge 1 Charge 2
α-monoglycerid 75,2 % 70,5 %
Lovibond, rot 0,5 LOV 1,2 LOV
Lovibond, gelb 3,6 LOV 8,0 LOV
3.1.2 Emulgator
Als Emulgator kommt Polyoxyethylen-(20)-Sorbitan-Monooleat (Tween 80, E433) der
Firma Sigma Aldrich Laborchemikalien (Seelze) zum Einsatz. Tween 80 zählt laut
Zusatzstoff-Zulassungsverordnung von 1998 zu den begrenzt zugelassenen
Lebensmittelzusatzstoffen und darf in Milch- oder Sahneanalogen (max. 5 g/kg) sowie
Speiseeis (max. 1 g/kg) zum Einsatz kommen. Mit einem Molekulargewicht von
1309,66 g/mol zählt es zu den niedermolekularen Emulgatoren. Es ist ein nichtionisches
Tensid mit einem HLB-Wert von 15. Die CMC liegt bei 13-15 mg/l und damit deutlich unter
der eingesetzten Konzentration. Der cloud point liegt bei 65 °C. [S IGMA ALDRICH 2009]
Laut ENGEL et al. (2005) ist Tween 80 ausreichend thermostabil, um bei
Prozesstemperaturen von bis zu 95 °C Emulsionen zu stabilisieren.
Durch die sterische Stabilisierung der Partikel mit Tween 80 konnte bei bestimmten
Fetten (Imwitor 900, Stearylalkohol) eine gute Stabilität gegenüber Elektrolyten und/oder
niedrigen pH-Werten (Verdauungssimulation) nachgewiesen werden. Ob die dadurch
ausbleibende Aggregation der Partikel einen positiven Einfluss auf die Bioverfügbarkeit
des Wertstoffes hat, ist bisher unbekannt [ZIMMERMANN, MÜLLER 2001]. In
pharmazeutischen Studien wurde außerdem gezeigt, dass eine Adsorption von
Apolipoproteinen (Plasmaproteine) an Tween 80-stabilisierte SLN möglich ist. Intravenös
verabreichte SLN sind daher in der Lage, Wirkstoffe über die Blut-Hirn-Schranke ins
Gehirn zu transportieren [GÖPPERT et al. 2003].
Auch auf die Höhe der Extinktion von Carotinoidaggregaten bei λmax können
Emulgatoren Einfluss haben. So zeigte KÖPSEL (1999), dass es bei ß-Carotin mit
Emulgatoren der Tween-Reihe zu einer Abnahme der Extinktion von ca. 20 % kommt.
Trotzdem ermittelte er Tween 60 als wirksames Tensid zur Unterbindung der Aggregation
von Carotinoiden - auch unter Einfluss von Salzen.
Material und Methoden 42
3.1.3 ß-Carotin
Als kristallines Produkt wird ß-Carotin von Fluca (Buchs, Schweiz) verwendet. Um das
Lösen in der Fettphase zu verbessern, wird bei Konzentrationen ≥ 0,3 % im Lipid eine
zusätzliche Ultraschallbehandlung durchgeführt (siehe Abb. 3-1).
Abb. 3-1:. ß-Carotin (Fluca) in Dynasan 116 vor (a) und nach (b) Ultraschallbehandlung
Für die Herstellung von NLC-Formulierungen kommt Lucarotin10 SUN zum Einsatz, das
von BASF (Ludwigshafen) zur Verfügung gestellt wird. Eine zusätzliche Ultraschall-
behandlung ist nicht nötig, da das ß-Carotin als Suspension in Sonnenblumenöl vorliegt
und keine Agglomerate enthält.
3.1.4 Getränke für Stabilitätsuntersuchungen
Für die Untersuchung der Stabilität von SLN und NLC in Getränken wird neben einem
Mineralwasser (Anhalter Bergquell Classic), eine Zitronenlimonade (TIP
Zitronenlimonade) und ein isotonisches Sportgetränk (Powerrade sportswater Lime)
verwendet. Die Zusammensetzung ist Tab. 3-3 zu entnehmen.
Tab. 3-3: Inhaltstoffe und pH-Wert der für die Stabilitätsuntersuchungen verwendeten Getränke
Getränk Inhaltsstoffe pH-Wert
Anhalter Bergquell Classic Natrium 83,4 mg/l, Kalium 6,5 mg/l, Magnesium 82,7 mg/l,
Calcium 190,5 mg/l, Clorid 112 mg/l, Sulfat 495 mg/l,
Nitrat <1 mg/l, Hydrogencarbonat 379 mg/l
5,0
TIP Zitronenlimonade H2O, Zucker, Kohlensäure, Säurungsmittel: Zitronensäure, nat.
Aromen, Säureregulator: Trinatriumcitrat
2,9
Powerade sportswater Lime H2O, Fruktose (2 %), Glucose (1 %), Säurungsmittel:
Zitronensäure, Säureregulatoren: Natrium- und Kaliumcitrate,
Aroma
3,5
Material und Methoden 43
Zusätzlich wird ein Versuch in Sprite (Coca-Cola GmbH) durchgeführt, der vor der
Ausmischung der Formulierungen durch Schütteln die Kohlensäure entzogen wird. Dies
erfolgt analog zu einem Versuch durch die Firma Sensient Food Colors (Geesthacht).
3.2 Herstellung der dispersen Systeme
Die Herstellung der SLN/NLC-Formulierungen erfolgt mittels Hochdruckhomogenisation.
Das Fett-ß-Carotin-Gemisch wird, wie auch die wässrige Emulgatorlösung, im Wasserbad
auf die Prozesstemperatur temperiert. Wird kristallines ß-Carotin von Fluka verwendet,
kommt es zur zusätzlichen Anwendung eines Ultraschallbades (siehe Kapitel 3.1.3). Für
Untersuchungen des Einflusses der Herstellungstemperatur werden Formulierungen
hergestellt, bei denen die Fett-ß-Carotin-Mischung für ca. 15 Sekunden bei 120 °C im
Ölbad gerührt wird. Die anschließende Herstellung der Formulierung erfolgt bei 85 °C.
Das Prozessschema der Herstellung von SLN/NLC ist in Abb. 3-2 dargestellt.
Zyklen
Abfüllung
PI
Fett + ß-CarotinT>70 °C
EmulgatorlösungT>70 °C
RT bzw. KST>70 °C
Herstellung der Preemulsion
Hochdruck-homogenisierung
Zyklen
Abfüllung
PI
Fett + ß-CarotinT>70 °C
EmulgatorlösungT>70 °C
RT bzw. KST>70 °C
Herstellung der Preemulsion
Hochdruck-homogenisierung
Abb. 3-2: Herstellung der SLN/NLC mittels Hochdruckhomogenisation
Für die Herstellung der Preemulsion wird die Emulgatorlösung schnell in das ß-Carotin-
Fett-Gemisch überführt und anschließend mit einem UltraTurrax T25 der Firma
Janke&Kunkel (Staufen) emulgiert. Dies erfolgt bei 10.000 U/min für 10-15 Sekunden. Die
Preemulsion wird anschließend in den Vorlagebehälter des Homogenisators gefüllt, um
eine Abkühlung zu vermeiden. Für die Dispergierung mittels Hochdruckhomogenisation
wird der EmulsiFlex C5 der Firma Avestin (Ottawa, Kanada) verwendet. Dieser
Homogenisator arbeitet im Bereich von 30-2000 bar und hat je nach Druck einen
Durchsatz von 1-5 l/h. Da er in ein Wasserbad getaucht werden kann, sind
Probenbehälter und Homogenisierventil temperierbar. Die Homogenisierdüse
(Radialdiffusor) besteht aus einer konisch gestalteten Flachdüse (Vergleich Abb. 2-5).
Wenn nicht anders angegeben, beziehen sich die Ergebnisse auf einen Herstellungsdruck
von 500 bar und eine Verweilzeit von 5 Zyklen. Nach Durchlaufen der gewünschten
Material und Methoden 44
Zyklenzahl werden die noch heißen Proben in Vials abgefüllt und auf Raumtemperatur
(RT: 20 °C) bzw. Kühlschranktemperatur (KS: 4-8 °C) abgekühlt, wobei es zum
Kristallisieren der Fette kommt.
Für die Herstellung einer Emulsion mit Ultraschall werden Geräte der Firma
Hielscher Ultrasonics GmbH (Teltow) verwendet. Der Ultraschallprozessor UP200S
(200W) erzeugt eine Frequenz von 24 kHz. Die Sonotrode S14D sowie die Durchlaufzelle
werden von der Firma Ingo Jänich Ultraschall + Technologien (Ahrensfelde) zur Verfügung
gestellt. Die Durchlaufzelle wird mit einer Geschwindigkeit von 100 ml/min durchströmt.
3.3 Charakterisierung der dispersen Systeme
3.3.1 Partikelgrößenbestimmung
Die Partikelgrößenmessung mittels statischer Lichtstreuung (Laserdiffraktometer) wird
mit dem Gerät LS 230 von Beckman-Coulter (Fullerton, USA) durchgeführt. Die
Lasermessung erfolgt bei einer Wellenlänge von 750 nm. Mithilfe der zusätzlichen PIDS-
Technologie (Polarization Intensity Differential Scattering) kommen zusätzlich Laser der
Wellenlänge 450 nm, 600 nm und 900 nm zum Einsatz. Damit kann der Messbereich auf
0,04 µm-2000 µm vergrößert werden. Die Ergebnisse der LD-Messung werden als
Volumenverteilung (d(4,3)) angegeben. Die Darstellung Partikelgröße erfolgt
logarithmisch.
Für die Bestimmung des komplexen Brechungsindex kommt ein Refraktometer der
ATR W Serie von Schmidt + Haensch (Berlin) zum Einsatz. Da dieses den
Brechungsindex bei 598 nm bestimmt, wurde für Messungen in Abhängigkeit der
Wellenlänge ein digitales Mehrwellenlängen-Refraktometer DSR-λ zur Verfügung gestellt.
Die dynamische Lichtstreuung (Photonenkorrelationsspektroskopie) wird mit einem
Zetasizer Nano ZS der Firma Malvern (Worcestershire, UK) gemessen. Das Gerät bietet
zusätzlich die Möglichkeit, durch Bestimmung der Wanderungsgeschwindigkeit im
elektrischen Feld das Zetapotential zu bestimmen. Dieses wird auch als
elektrokinetisches Potential bezeichnet und liefert Informationen über die elektrostatische
Stabilisierung von Dispersionen. Aufgrund der Verwendung eines sterischen
Stabilisisators gibt das Zetapotential jedoch bei den hergestellten Formulierungen keinen
Aufschluss über die Stabilität der Dispersion. Durch die abnehmende Beweglichkeit der
Partikel aufgrund der sterischen Stabilisierung liefert das Zetapotential falsche Werte, die
auf eine Destabilisierung bei steigendem Emulgatorgehalt hindeuten würden (siehe Abb.
3-3).
Material und Methoden 45
-20
-15
-10
-5
00 0,5 1 1,5 2 2,5 3
Emulgatorkonzentration [%(Masse)]
Zet
apot
entia
l [m
V]
Abb. 3-3: Zetapotential von PGHMS SLN in Abhängigkeit des Emulgatorgehaltes
3.3.2 Mikroskopie
Zur Ermittlung der Teilchengestalt und -größenverteilung ist die Elektonenmikroskopie die
genaueste Methode, da sich kolloidale Teilchen nicht im Lichtmikroskop erkennen lassen.
Dabei können die Präparations- und Aufnahmebedingungen (Trocknung, Vakuum,
Goldbeschichtung, Elektonenstrahl) das Ergebnis beeinflussen. Die präparierten Proben
werden an dem Rasterelektronenmikroskop Hitachi S 2700 mit 20 kV Beschleunigungs-
spannung mikroskopiert.
Durch schnelles Einfrieren lassen sich Teilchen im Dispersionsmedium abbilden
[LAGALY et al. 1997]. Dies erfolgt für die Gefrierbruch-TEM Aufnahmen, welche durch das
Max Rubner-Institut (Kiel) durchgeführt werden.
3.4 Carotinoidanalytik
Die Aufnahme der Extinktionsspektren sowie die Bestimmung der ß-Carotingehalte in den
Formulierungen erfolgt mit dem UV/VIS-Spektrophotometer 6505 der Firma Jenway
(Stone, UK). Für die Bestimmung des Carotinoidgehaltes in SLN und NLC wird ß-Carotin
aus den Formulierungen mit n-Hexan extrahiert und mittels einer Kalibriergerade die
Konzentration berechnet. Dafür wird je nach Gehalt bzw. Abbaugrad eine Verdünnung von
1:100 bzw. 1:50 mit entionisiertem Wasser hergestellt und 2-5 ml davon in einen
Messkolben überführt, welcher bereits 10 ml n-Hexan sowie eine Spatelspitze
Natriumchlorid enthält. Die Menge an Salz wird so gewählt, dass durch Koagulation der
Partikel eine klare wässrige Phase entsteht. Die koagulierten SLN/NLC befinden sich
dadurch an der Grenzfläche zwischen Wasser und Hexan, was die Extraktions-
Material und Methoden 46
geschwindigkeit verbessert. Einen Einfluss auf den photospektrometrisch gemessenen
Wert hat das Salz nicht.
Der Messkolben wird verschlossen und in ein Ultraschallbad gesetzt, bis die wässrige
Phase bzw. die koagulierten Partikel farblos sind und damit die Extraktion des ß-Carotins
abgeschlossen ist. Der Hexanüberstand wird anschließend bei einer Wellenlänge von
450 nm im Photospektrometer vermessen.
Es ist zu beachten, dass die berechneten Konzentrationen auf eine Kalibriergerade
bezogen sind, die mit all-trans-ß-Carotin angefertigt wird. Wird bei der Herstellung der
Partikel durch den Temperatureinfluss ein Teil des ß-Carotins in cis-Isomere
umgewandelt, die eine etwas geringere Lichtabsorption aufweisen (siehe Kapitel 2.2.2),
kann der Carotinoidgehalt leicht unterschätzt werden. Um diesen Einfluss sowie andere
mögliche Fehlerquellen zu minimieren wird für die Bestimmung der ß-Carotinstabilität das
Verhältnis c(t)/c0 aus der gemessenen ß-Carotin-Konzentration c zum Zeitpunkt t und der
ß-Carotin-Konzentration nach der Herstellung c0 berechnet.
Die Farbe eines Stoffes bzw. Gegenstandes ist abhängig von der Reflexion und
Absorption des Lichtes. Da verschiedene Betrachter Farben unterschiedlich beurteilen,
wurden durch die Internationale Beleuchtungskommision (CIE) Referenz-Systeme zur
messtechnischen Farbmessung definiert. Das CIELab-System ermöglicht die räumliche
Darstellung von Lichtparametern, wie in Abb. 3-4 dargestellt. L* bezeichnet dabei die
Helligkeit auf einer Skala von 0 (schwarz) bis 100 (weiß). a* bzw. b* können Werte von
-50 (grün bzw. blau) bis +50 (rot bzw. gelb) annehmen. [BRADO 2006]
Abb. 3-4: Darstellung der Farbe im L*a*b*-Farbsystem
Material und Methoden 47
Für die Bestimmung der Farbwerte im L*a*b*-Farbsystem wird das Remissions
Farbmessgerät Chroma-Meter CR-200 der Minolta GmbH (Ahrensburg) verwendet. Die
Messung erfolgt in einer Kunststoffküvette mit 10 mm optischer Weglänge. Es wird die
Normlichtart D65 verwendet und an jedem Versuchstag in regelmäßigen Abständen eine
Kalibrierung mithilfe eines Weißstandards durchgeführt.
Für die Durchführung des Zentrifugenversuchs zur Ermittlung der ß-Carotinbeladung
durch Abtrennung kristallinen ß-Carotins wird für die ersten 5 Zentrifugendurchgänge die
Zentrifuge Centrifuge 5403 der Firma eppendorf (Hamburg) mit Ausschwing-Rotor
(16A4-44) verwendet. Die Zentrifugierzeit beträgt 30 min bei 5 °C und 5000 U/min. Der
6. Zentrifugendurchgang wird bei gleicher Dauer und Temperatur mit der Zentrifuge
Sepatech Biofuge 28RS der Firma Heraeus Holding GmbH (Hanau) durchgeführt, deren
Drehzahl 10000 U/min beträgt.
3.5 Konservierungsverfahren
Die Sprühtrocknung wird mit einem Mini Sprühtrockner Büchi 191 der Firma BÜCHI
Labortechnik (Flawil, Schweiz) durchgeführt. Die Gleichstromtrocknung reduziert dabei
den Hitzestress für das Produkt. Die gewählten Einstellungen sind: Aspirator 100 %,
Pumpe 25 %, Einlasstemperatur 110 °C. Die Gefriertrocknung wird mit dem Gerät
ALPHA 2-4 der Firma Martin Christ Gefriertrocknungsanlagen (Osterode) durchgeführt.
Für die Charakterisierung der Kristallform vor und nach der Konservierung kommt die
Differential Scanning Calorimetry (DSC) zum Einsatz. Es wird das Gerät DSC 204 F1
der Firma Netzsch (Selb) verwendet. Die Proben werden in Aluminium-Tiegeln bei einer
Heizrate von 5 K/min vermessen. Ein leerer Aluminium-Tiegel dient als Referenz.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 48
4 Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen
Ziel der Herstellung carotinoidhaltiger Dispersionen ist es, ß-Carotin in gelöster Form für
den Einsatz in Lebensmitteln bereitzustellen. Damit in wässrigen Systemen wie
Getränken die durch die Partikel hervorgerufene Trübung minimal ist, muss die
Partikelgröße so klein wie möglich sein. Bestimmt wird sie durch den Betrag der
eingebrachten Energie, welche für Hochdruckhomogenisatoren durch den Druck und die
Emulgierdauer, folglich der Zyklenzahl definiert ist. Ein ausreichender Emulgatoreinsatz ist
entscheidend, um die Partikel während der Tropfenzerkleinerung ausreichend schnell zu
stabilisieren und auch während der Lagerung einen Schutz vor Koagulation zu
gewährleisten.
Die Ermittlung der Partikelgröße erfolgt unter Verwendung von LD und PCS. Die
Abweichung der Ergebnisse der Laserdiffraktometermessung kann dabei mit der
Komplexität der untersuchten Stoffsysteme erklärt werden. Auf den Einfluss des
komplexen Brechungsindex auf die, mittels statischer Lichtstreuung gemessene,
Partikelgrößenverteilung wird im Anhang eingegangen (Vergleich Kapitel A.1).
4.1 Einfluss des Emulgatorgehaltes
Aufgrund der lebensmittelrechtlichen Beschränkungen für den Einsatz von Tween 80 ist
es das Ziel der Untersuchungen, den Emulgatoreinsatz auf ein Minimum zu begrenzen.
Dies ist bei ethoxylierten Emulgatoren von besonderer Bedeutung, da sie leicht bitter
schmecken und in hohen Konzentrationen zu Geschmacksabweichungen der
Endprodukte führen können. Daher gilt es, ein Optimum zu finden, bei dem bei minimalem
Emulgatoreinsatz möglichst kleine und stabile Partikel in langzeitstabilen Formulierungen
hergestellt werden können.
4.1.1 Miglyol 812 Emulsion
Für die Ermittlung des Einflusses der Emulgatorkonzentration auf die Partikelgröße
werden vor allem Laserdiffraktometer-Messungen durchgeführt. Diese bieten die
Möglichkeit neben der Partikelgröße auch die Partikelgrößenverteilung zu untersuchen.
Der Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße von Emulsionen, die bei
500 bar in 3 Zyklen mit Miglyol 812 hergestellt werden, ist in Abb. 4-1 zu sehen. Dabei ist
die differentielle Volumenverteilung (Volumendichteverteilung) der Partikeldurchmesser
logarithmisch dargestellt.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 49
dd
q 3(x
) [µ
m-1
]
dddd
q 3(x
) [µ
m-1
]
Abb. 4-1: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von Miglyol 812 Emulsionen (ohne ß-Carotin)
Es wird deutlich, dass ab einer Emulgatorkonzentration von 1 % (Masse) in der
Formulierung eine ausreichende Stabilisierung der Partikel sowohl während der
Herstellung, als auch nach dem Abkühlen gewährleistet ist. Der Mittelwert der LD-
Messung (LD(Mean)) beträgt für 1 % Tween 80 260 nm (LD(99%)=541 nm). Mittels PCS-
Messung wird ein durchschnittlicher Partikeldurchmesser von 202 nm bestimmt. Eine
Erhöhung des Emulgatorgehaltes bewirkt zwar eine weitere Verringerung der
Partikelgröße, diese ist jedoch so gering, dass eine Verdopplung des Emulgatoreinsatzes
nicht gerechtfertigt werden kann. Eine größere Emulgatorkonzentration ist dann
erforderlich, wenn durch höheren Druck und längere Verweilzeit (Zyklenzahl) die
Partikelgröße sinkt und damit die zu stabilisierende Oberfläche steigt (Vergleich
Kapitel 4.2).
4.1.2 Triglycerid SLN
Im Unterschied zu Miglyol 812-Emulsionen bilden höherkettige Triglyceride eine feste
Struktur während des Abkühlens. Dabei ist für Dynasan 114 eine Kühlung auf
Kühlschrank-Temperatur nötig, während Triglyceride mit einer Kettenlänge ≥16 schon bei
Raumtemperatur Kristalle bilden. Abb. 4-2 zeigt die Volumenverteilung der LD-Messung
für Dynasan 116 SLN ohne ß-Carotin in Abhängigkeit der Emulgatorkonzentration. Die
Herstellung erfolgt auch hier bei 500 bar in 3 Zyklen.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 50
q 3(x
) [µ
m-1
]q 3
(x)
[µm
-1]
Abb. 4-2: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von Dynasan 116 SLN (ohne ß-Carotin)
Es wird deutlich, dass eine Emulgatorkonzentration von 5 % nötig ist, um die SLN Partikel
hinreichend zu stabilisieren. Niedrigere Konzentrationen führen zur Bildung größerer
Partikel, deren Entstehung zwei Ursachen haben kann. Es ist zum einen unzureichende
Stabilisierung der Emulsionströpfchen nach dem Aufbruch möglich. Zum anderen kann
eine Tröpfchen- bzw. Partikelkoaleszenz während dem Abkühlen und Auskristallisieren der
Formulierung auftreten. Um zu klären, welcher der beiden Prozesse für den größeren
Partikeldurchmesser verantwortlich ist, ist eine online-Messung bzw. eine Messung vor
dem Auskristallisieren der Partikel erforderlich, die bei der Durchführung der Versuche
aufgrund des apparativen Aufwandes nicht möglich war. Verschiedene Fakten deuten
jedoch auf eine Destabilisierung bei der Kristallisation des Fettes hin.
Wie in Kapitel 2.1.4 beschrieben, liegen Triglycerid-Partikel meist in einer
plättchenförmigen Gestalt vor. Aufgrund der sich bei der Kristallisation vergrößernden
Oberfläche ist die nötige Emulgatorkonzentration erhöht. Emulgatorkonzentrationen von
unter 2 % (Masse) führen bei der Abkühlung der SLN-Formulierungen von Dynasan 116
zur sofortigen Gelierung des Systems - ein kristallines Gelnetzwerk entsteht (Vergleich
Kapitel 2.1.6). Dass der Effekt der spontanen Gelierung ausschließlich bei
Triglyceridformulierungen mit unzureichendem Emulgatorgehalt auftritt, zeigt, dass
Tween 80 in der Lage ist, die durch die Kristallisation vergrößerte Oberfläche der Partikel
hinreichend schnell zu stabilisieren.
4.1.3 PGHMS SLN und NLC
Aufgrund der Zusammensetzung von Aldo PGHMS (Mono- und Diglyceride) wirkt das Fett
selbst als Emulgator. Daher ist bei diesen Formulierungen mit einem niedrigeren
Emulgatoreinsatz im Vergleich zu den Dynasan 116 SLN zu rechnen. In Abb. 4-3 ist die
volumenbezogene Partikelgrößenverteilung von PGHMS SLN in Abhängigkeit der
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 51
Emulgatorkonzentration (Massenprozent) dargestellt. Die Formulierungen werden bei
500 bar in 3 Zyklen hergestellt.
q 3
(x)
[µm
-1]
q 3(x
) [µ
m-1
]
Abb. 4-3: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von PGHMS SLN ohne ß-Carotin (1. Charge)
Es wird deutlich, dass ab einer Emulgatorkonzentration von 1 % (Masse) eine
ausreichende Stabilisierung der SLN während der Herstellung gewährleistet ist. Eine
weitere Erhöhung der Emulgatorkonzentration führt zu keiner nennenswerten
Verkleinerung der Partikelgröße. Der Anstieg des ersten Peaks kann zwar auf eine
steigende Konzentration von kleinen Partikeln zurückgeführt werden, jedoch ist eine
vollständige Zerkleinerung des Probenmaterials auf diese Größe auch bei Drücken von
1000 bar nicht möglich. Außerdem sind große Mengen an Emulgator nötig, um die
entstehenden Partikel zu stabilisieren.
Ein Vorteil des Einsatzes von PGHMS ist die mögliche Reduzierung des
Emulgatorgehaltes. Aufgrund seines niedrigen HLB-Wertes ist auch die Herstellung
mehrphasiger Dispersionen denkbar. Eine Reduzierung der Tween 80-Konzentration
unter die Werte der Emulsion war nicht möglich. Dies deutet darauf hin, dass auch
PGHMS SLN nicht kugelförmig vorliegen und daher eine größere Oberfläche aufweisen,
die durch Emulgatormoleküle stabilisiert werden muss.
Die Herstellung der NLC Formulierungen erfordert ebenfalls den Einsatz von 1 %
Tween 80. In Tab. 4-1 sind die Ergebnisse der Partikelgrößenbestimmung von LD und
PCS für PGHMS SLN im Vergleich zu PGHMS NLC aufgeführt. Da die NLC unter Einsatz
von Lucarotin 10 SUN hergestellt werden, enthalten sie ß-Carotin.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 52
Tab. 4-1: Vergleich der Partikelgrößenbestimmung von LD und PCS für PGHMS SLN und NLC Formulierungen
Formulierung LD(99%)/
LD(Mean)
z-Average (PCS)/
PdI
Formulierung LD(99%)/
LD(Mean)
z-Average (PCS)/
PdI
PGHMS SLN 1 %
Tween 80, KS
618 nm/
279 nm
332 nm/ 0,083 PGHMS NLC 1 %
Tween 80 (0,035 %
ß-Carotin), KS
615 nm/
263 nm
290 nm/ 0,164
nach 12 Wochen 596 nm/
275 nm
325 nm/ 0,128 nach 6 Monaten 574 nm/
245 nm
298 nm/ 0,173
nach 21 Monaten k.A. 310 nm/ 0,099
Wie aus Tab. 4-1 hervorgeht, liegen die Partikelgrößen von SLN und NLC im gleichen
Größenbereich. Dabei zeigen die NLC Formulierungen sogar etwas kleinere
Partikelgrößen als die SLN, jedoch größere Werte für den Polydispersitätsindex (PdI) und
damit eine breitere Größenverteilung. Die abweichenden Ergebnisse der mittleren
Durchmesser von LD und PCS sind in den unterschiedlichen Messprinzipen bzw.
Ausgabeformaten der Ergebnisse begründet. Während bei der PCS der hydrodynamische
Durchmesser bestimmt wird (Vergleich Kapitel 2.1.4), wird bei der LD der
volumenbezogene Durchmesser ermittelt.
Bei der Emulgierung der zweiten Charge von Aldo PGHMS wird deutlich (Daten nicht
gezeigt), dass die Emulgatorkonzentration von 1 % nicht ausreicht, um die Partikel zu
stabilisieren (z-Average von PGMS SLN mit 1 % Tween 80 ist 443 nm). Aufgrund der, im
Rahmen der Spezifikation, abweichenden Zusammensetzung der zweiten Charge
(geringerer Monoglyceridgehalt) wirkt diese weniger als Emulgator und der Einsatz von
Tween 80 muss erhöht werden. Es ist eine Konzentration von 2 % Tween 80 nötig, um bei
500 bar und 5 Zyklen eine Partikelgröße von 287 nm (PCS z-Average) zu erreichen.
4.2 Einfluss von Druck und Zyklenzahl
Die erzielbare Partikelgröße wird maßgeblich durch den Energieeintrag bestimmt, welcher
sich für Hochdruckhomogenisatoren aus Druck und Zyklenzahl zusammensetzt. Der
Einfluss auf die Partikelgröße ist nachfolgend dargestellt. Eine tiefergehende Betrachtung
der Einflüsse auf die erzielbare Partikelgröße von SLN/NLC im Vergleich zu Emulsionen
findet sich bei GRAMDORF et al. (2008) sowie GRAMDORF (2009).
Die Herstellung von NLC Formulierungen zeigt, dass die entstehenden Partikelgrößen
im Bereich derer von SLN Formulierungen liegen. Eine eindeutige Tendenz zu einer
Vergrößerung oder Verkleinerung der Partikelgröße ist nicht zu erkennen - weder im
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 53
Vergleich von SLN und NLC, noch im Vergleich von mit ß-Carotin beladenen Partikeln und
unbeladenen Partikeln. Dies gilt für alle untersuchten Lipide.
4.2.1 Miglyol 812 Emulsion
Für die Herstellung der Emulsionen in Abhängigkeit des Energieeintrags wurde eine
Tween 80 Konzentration von 2,5 % gewählt, um die entstehenden Fettkügelchen
ausreichend zu stabilisieren. Die Ergebnisse der Versuche können Abb. 4-4 entnommen
werden. Dabei ist der Partikeldurchmesser z-Average (PCS) in Abhängigkeit des Druckes
über die Zyklenzahl aufgetragen.
100
150
200
250
300
350
0 1 2 3 4 5 6 7
Zyklenanzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]
300 bar500 bar750 bar1000 bar
Abb. 4-4: Einfluss von Druck und Zyklenzahl auf die Partikelgröße von Miglyol 812 Emulsionen (ohne ß-Carotin)
Es ist mit steigendem Energieeintrag eine Abnahme der Partikelgröße zu beobachten. Die
nötige Zyklenzahl zur Erzielung einer spezifischen Partikelgröße sinkt mit steigendem
Druck. So ist z.B. bei 1000 bar bereits nach 3 Zyklen eine Partikelgröße von 143,5 nm
erreicht, während bei 500 bar 7 Zyklen notwendig sind um Partikel mit 145 nm
Durchmesser herzustellen.
4.2.2 Triglycerid SLN
Anhand der Dynasan 116 SLN wurde der Einfluss der Emulgatorkonzentration auf die mit
höherem Energieeintrag erzielbare Partikelgröße untersucht. Abb. 4-5 zeigt die
Abhängigkeit des Partikeldurchmessers z-Average (PCS) von Druck und Zyklenzahl
sowie der Emulgatorkonzentration.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 54
100
300
500
700
900
1100
1300
0 2 4 6 8Zyklenanzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]3 % 300 bar3 % 500 bar3% 750 bar3 % 1000 bar
120
140
160
180
200
220
240
2 4 6 8Zyklenzahl
5% 500 bar6% 500 bar5% 750 bar6% 750 bar
a) b)
100
300
500
700
900
1100
1300
0 2 4 6 8Zyklenanzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]3 % 300 bar3 % 500 bar3% 750 bar3 % 1000 bar
120
140
160
180
200
220
240
2 4 6 8Zyklenzahl
5% 500 bar6% 500 bar5% 750 bar6% 750 bar
100
300
500
700
900
1100
1300
0 2 4 6 8Zyklenanzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]3 % 300 bar3 % 500 bar3% 750 bar3 % 1000 bar
120
140
160
180
200
220
240
2 4 6 8Zyklenzahl
5% 500 bar6% 500 bar5% 750 bar6% 750 bar
a) b)
Abb. 4-5: Einfluss des Emulgatorgehaltes (a: 3 %, b: 5 % bzw. 6 %), des Druckes und der Zyklenzahl auf die Partikelgröße von Dynasan 116 SLN (ohne ß-Carotin)
Dabei wird deutlich, dass bei einer niedrigen Emulgatorkonzentration von 3 % (Masse)
durch Druck- oder Zyklenzahlerhöhung keine Partikelzerkleinerung auf mittlere Partikel-
durchmesser unter 180 nm möglich ist (Abb. 4-5 a). Der Emulgator ist nicht in der Lage,
kleinere Partikel ausreichend zu stabilisieren - es kommt zur Koaleszenz. Abb. 4-5 b zeigt,
dass bei höheren Emulgatorkonzentrationen die erzielbare Partikelgröße stärker durch die
Energiedichte beim Emulgieren, also Druck und Zyklenzahl, bestimmt wird.
In Abb. 4-6 ist die Volumenverteilung der Partikelgrößen von Dynasan 116 SLN in
Abhängigkeit der Emulgatorkonzentration und unterschiedlichen Energiedichten
dargestellt. Letztere werden durch Variation der Parameter Druck und Zyklenzahl erreicht.
q 3(x
) [µ
m-1
]q 3
(x)
[µm
-1]
Abb. 4-6: Einfluss der Emulgatorkonzentration auf das Ergebnis der Partikelzerkleinerung von Dyn 116 (ohne ß-Carotin)
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 55
Es wird deutlich, dass die sinkende mittlere Partikelgröße (Vergleich Abb. 4-5) weniger
durch die Reduzierung der Partikelgröße hervorgerufen wird. Vielmehr kommt es durch
steigenden Emulgatorgehalt und Energieeintrag zu einer schmaleren Partikelgrößen-
verteilung (siehe Abb. 4-6). Diese wird durch die Abnahme der Anzahl größerer Partikel
hervorgerufen und spiegelt sich in kleineren mittleren Partikelgrößen (z-Average (PCS))
wieder. Die Werte des Polydispersitätsindex liegen ab 5 Zyklen zwischen 0,17 und 0,22.
Bei 3 Zyklen erreicht er Werte von bis zu 0,28. Der gleiche Effekt wurde von MEHNERT,
MÄDER (2001) für die Herstellung mit Rotor-Stator-Systemen beschrieben.
Dass es mit steigender Emulgatorkonzentration zu einer Verfälschung der
Messergebnisse, welche durch die PCS erhalten werden, kommen kann, geht ebenfalls
aus Abb. 4-6 hervor. Werden die Ergebnisse der Herstellung bei 500 bar/5 Zyklen mit 5 %
Emulgator mit denen der Herstellung bei 1000 bar/5 Zyklen und 3 % Emulgator verglichen
(siehe Tab. 4-2), so wird deutlich, dass es einen Widerspruch der Ergebnisse von LD und
PCS gibt.
Tab. 4-2: Vergleich der gemessenen Partikelgrößen in Abhängigkeit von Emulgator-konzentration und Energieeintrag
z-Average (PCS) LD(99%) LD(Mean)
1000 bar 5 Zyklen, 3 % Tween 80 184 nm 433 nm 142 nm
500 bar 5 Zyklen, 5 % Tween 80 167 nm 476 nm 156 nm
Während mit steigender Emulgatorkonzentration das PCS-Ergebnis fällt, steigt es bei der
LD-Messung. Eine mögliche Ursache ist die größere Konzentration an Emulgatormizellen
bei der Herstellung mit 5 % Tween 80. Offenbar werden diese in der PCS-Messung
erfasst und führen so zu einem kleineren Ausgabewert. In der LD-Messung werden die
Emulgatormizellen aufgrund ihrer geringen Größe nicht detektiert und für die Berechnung
des Ergebnisses herangezogen. Daher kommt es zur Ausgabe eines größeren Wertes für
die Partikelgröße.
4.2.3 Propylenglycol-high-monostearat (PGHMS)
Die Ermittlung des Einflusses von Druck und Zyklenzahl erfolgte bei PGHMS SLN anhand
der 1. Charge. Der Einfluss des Homogenisierdruckes und der Zyklenzahl auf die SLN-
Partikel ist in Abb. 4-7 dargestellt.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 56
200
300
400
500
600
700
800
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Zyklenzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]_
300 bar
500 bar
750 bar
1000 bar
gf
200
300
400
500
600
700
800
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Zyklenzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]_
300 bar
500 bar
750 bar
1000 bar
gf
Abb. 4-7: Einfluss von Druck und Zyklenzahl auf die Partikelgröße von PGHMS SLN (ohne ß-Carotin) hergestellt mit 1 % Tween 80
Wie in Abb. 4-7 zu erkennen, ist eine Hochdruckhomogenisierung bei 300 bar nicht
ausreichend, um eine ausreichende Partikelzerkleinerung zu erreichen. Außerdem ist in
Analogie zu den Ergebnissen von Dynasan 116 SLN zu erkennen, dass bei niedriger
Emulgatorkonzentration keine deutliche Verkleinerung der Partikelgröße durch Erhöhung
von Druck oder Emulgierdauer über eine spezifische Energiedichte hinaus möglich ist.
Daher ist für eine Tween 80-Konzentration von 1 % (Masse) ein Druck von 500 bar bei
3 Zyklen ausreichend, um Partikel mit einer Größe von 314 nm (PCS) herzustellen
(LD(99%)=662 nm; LD(Mean)=291 nm). Die Erhöhung der Energiedichte über 500 bar
und 3 Zyklen bewirkt keine deutliche Reduzierung der Partikelgröße und ist daher
ineffektiv.
4.3 Einfluss der Temperatur und des Fettes
Der Einfluss der Herstellungstemperatur auf die Partikelgröße von SLN wird in einem
ersten Versuch bei 75 °C, 85 °C und 95 °C untersuch t. Es zeigt sich, dass eine
Herstellung bei 95 °C nicht möglich ist. Aufgrund d er Temperaturerhöhung infolge des
Energieeintrags im Hochdruckhomogenisator (Vergleich Kapitel 2.1.2) kommt es zum
Sieden des enthaltenen Wassers nach dem Passieren der Homogenisierdüse, was an
einer Blasenbildung beim Produktauslass zu erkennen ist. Die Messung der Partikelgröße
liefert daher keine auswertbaren Ergebnisse. Die Ergebnisse der Partikelgrößenmessung
(PCS) von Dynasan 116 SLN ohne ß-Carotin für Herstellungstemperatur von 75 °C und
85 °C sind in Abb. 4-8 dargestellt. Der Emulgatorge halt der hergestellten Formulierungen
beträgt 5 %.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 57
100
200
300
400
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Zyklenzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]85°C75°C
Abb. 4-8: Einfluss der Herstellungstemperatur auf das Homogenisierergebnis von Dynasan 116 SLN (ohne ß-Carotin) bei 500 bar
Wie in Abb. 4-8 zu sehen, ist insbesondere bei niedrigen Verweilzeiten (1 und 3 Zyklen)
ein deutlicher Einfluss der Temperatur auf die Partikelgröße der Dynasan 116 SLN
vorhanden. Durch die Reduzierung der Viskosität mit steigender Temperatur wird die
Zerkleinerung des Fettes im Hochdruckhomogenisator erleichtert (Vergleich Kapitel 2.1.2).
Obwohl die Herstellung mit 5 % Emulgator erfolgt, ist für die Herstellung bei 85 °C
bereits nach 3 Zyklen bei 500 bar eine ausreichende Tröpfchenzerkleinerung erreicht
(z-Average (PCS)=156 nm). Eine Erhöhung der Zyklenzahl auf 5 reduziert die
Partikelgröße nur wenig (z-Average=144 nm) und steigt bei weiterer Erhöhung sogar
wieder an. Eine mögliche Ursache für den Anstieg bei 7 Zyklen ist eine Überemulgierung,
bei der die Emulgatormoleküle nicht in der Lage sind, die gebildeten Partikel ausreichend
schnell zu stabilisieren. Die bei 75 °C hergestellt e Formulierung erreicht erst nach
7 Zyklen eine Partikelgröße von 151 nm (z-Average).
Der Einfluss der FS-Kettenlänge und der Temperatur auf das Homogenisierergebnis
ist in Abb. 4-9 zu sehen. Die für diesen Versuch hergestellte Emulsion und die SLN-
Formulierungen enthalten alle ß-Carotin (Fluka) und wurden bei 500 bar in 5 Zyklen
homogenisiert. Es wird in der Abbildung vor allem der Einfluss der FS-Kettenlänge
sichtbar. Es ist davon auszugehen, dass mit steigender FS-Kettenlänge die entstehenden
plättchenförmigen Partikel größer werden. Im Vergleich von Dynasan 114, Dynasan 116
und Dynasan 118 bei 85 °C kommt es zu einem Anstieg der Partikelgröße von 31 nm
(Dyn 114-Dyn 116) bzw. 38 nm (Dyn 116-Dyn 118).
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 58
0
100
200
300
400
500
Mig 812 Dyn 114 Dyn 116 Dyn 118 PGHMS
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _75 °C80 °C85 °C90 °C
0
100
200
300
400
500
Mig 812 Dyn 114 Dyn 116 Dyn 118 PGHMS
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _75 °C80 °C85 °C90 °C
Abb. 4-9: Einfluss der Herstellungstemperatur und der FS-Kettenlänge auf die Partikelgröße (PCS) von ß-Carotinbeladenen SLN im Vergleich zu einer Mig 812-Emulsion
Der Einfluss der Viskositätserhöhung mit steigender FS-Kettenlänge spielt dabei offenbar
eine untergeordnete Rolle, da auch bei Temperaturerhöhung -also der Senkung der
Viskosität- nur eine geringe Änderung des Emulgierergebnisses festgestellt werden kann.
Zwar findet bei allen Formulierungen eine Abnahme der Partikelgröße mit steigender
Temperatur statt, jedoch liegt diese nur im Bereich von 6 nm für Dynasan 114 oder 11 nm
für Dynasan 116. Deutlicher wird der Einfluss bei den Dynasan 118-Formulierungen, bei
welchen im Vergleich von 75 °C zu 85 °C die Partike lgröße um 22 nm abnimmt. Dies ist
durch den Schmelzpunkt von Dynasan 118, welcher bei 70-73 °C liegt, zu erklären. Da die
Emulgierung nur wenige Kelvin über der Schmelztemperatur erfolgt, kann eine
ausreichende Zerkleinerung nicht gewährleistet werden. Für Miglyol 812 ist kein Einfluss
der Herstellungstemperatur auf die erzielbare Partikelgröße festzustellen, was ebenfalls
den geringen Einfluss der Viskositätsabnahme bei steigender Temperatur verdeutlicht.
Der Vergleich mit den gemessenen Werten der dynamischen Viskosität aus
GRAMDORF et al. (2008) zeigt zusätzlich, dass im Vergleich der Fette Trimyristin (Dyn 114)
und Tripalmitin (Dyn 116) die Werte der Viskosität dicht zusammenliegen. So entspricht
die dynamische Viskosität von Dyn 114 bei 75 °C in etwa der Viskosität von Dyn 116 bei
80 °C. Der Vergleich der Partikelgrößen in Abb. 4-9 liefert jedoch eine Differenz von
26 nm.
Die Ergebnisse von Aldo PGHMS SLN, welche in Abb. 4-9 dargestellt sind, wurden
mit der zweiten Charge erzielt und weisen deutlich höhere Partikelgrößen auf, als sie mit
der 1. Charge erreicht wurden (Vergleich Abb. 4-7). Auch das Aussehen der Formulierung
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 59
weicht deutlich von der ersten Charge sowie den Triglycerid SLN und der Emulsion ab.
Obwohl die PCS-Ergebnisse für PGHMS SLN eine große Partikelgröße zeigen, ist diese
Formulierung deutlich klarer als die anderen. Eine mögliche Ursache konnte nicht ermittelt
werden.
Ein Einfluss der Temperaturerhöhung auf den Emulgator Tween 80 wird nicht deutlich.
Trotz Überschreitung des cloud points (Vergleich Kapitel 2.1.2) wird keine Abnahme der
Stabilisierung der Fettpartikel beobachtet. Auch die PIT, welche aufgrund der zahlreichen
Einflussfaktoren für die untersuchten Systeme nicht exakt festgelegt werden kann, scheint
nicht erreicht.
4.3.1 Abkühlgeschwindigkeit
Die Bestimmung des Einflusses der Temperatur des Glases (Probenbehälter) bei der
Abfüllung und der Geschwindigkeit der Kühlung wird für Aldo PGHMS SLN und
Dynasan 116 SLN durchgeführt. Dabei werden Proben in Gläser abgefüllt, die auf
Kühlschranktemperatur (KT: 4-8 °C), Raumtemperatur (RT: 20 °C) und Prozesstemperatur
(80 °C) temperiert wurden. Anschließend werden die Proben bei Raumtemperatur (20 °C)
im Klimaschrank bzw. bei Kühlschranktemperatur (schnelle Abkühlung) gelagert. Für eine
langsame Abkühlung werden Proben nach dem Abfüllen für 1 h bei Raumtemperatur
gelagert, bevor sie in den Kühlschrank kommen. Die Ergebnisse der Untersuchung sind
für PGMS in Tab. 4-3 und für Dynasan 116 in Tab. 4-4 dargestellt. Die Bestimmung der
Partikelgröße erfolgte nach 2 Tagen Lagerung.
Tab. 4-3: Einfluss der Abkühlgeschwindigkeit und Temperatur des Glases auf die Partikelgröße von Aldo PGHMS
schnelle Abkühlung (KS) langsame Abkühlung auf RT/KS
Glas kalt 330 nm k.A.
Glas Raumtemperatur 315 nm 330 nm / 308 nm
Glas Prozesstemperatur 319 nm 325 nm / 307 nm
Es ist in Tab. 4-3 ein Einfluss der Temperatur des Glas und der Abkühlgeschwindigkeit für
PGMS SLN sichtbar. Dabei erreichen die Partikelgrößen ihr Maximum, wenn bei einer
Glastemperatur von 4-8 °C abgefüllt wird. Offenbar kommt es durch den großen
Temperaturunterschied zu einer schnellen Kristallisation eines Teils der Partikel, berührt
die heiße Formulierung die kalte Glaswand. Bei Verwendung von Probenbehältern, die
vor der Abfüllung auf Raum- bzw. Prozesstemperatur temperiert wurden, ist die
Partikelgröße kleiner. Der Unterschied zwischen Raum- und Prozesstemperatur ist jedoch
gering.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 60
Neben dem Einfluss der Temperatur des Probenbehälters, hat auch die
Abkühlgeschwindigkeit einen Einfluss auf die Partikelgröße. Eine langsame Abkühlung auf
Temperaturen von 4-8 °C erweißt sich für PGMS als v orteilhaft, während eine schnelle
Abkühlung zu größeren Partikeln führt. Die Lagerung bei Raumtemperatur ist nicht
geeignet, da es auch dort zur Ausbildung großer Partikel kommt (Vergleich Kapitel 5.1.3).
Tab. 4-4: Einfluss der Abkühlgeschwindigkeit und Temperatur des Glases auf die Partikel größe von Dynasan 116 SLN
schnelle Abkühlung (KS) langsame Abkühlung auf RT/KS
Glas kalt 177 nm k.A.
Glas RT 177 nm 169 nm / 173 nm
Glas Prozesstemperatur 175 nm 168 nm / 172 nm
Wie in Tab. 4-4 zu erkennen, ist der Einfluss der Glastemperatur und Abkühl-
geschwindigkeit für Dyn 116 SLN geringer als für PGMS SLN. Auch hier ist jedoch eine
Abnahme der Partikelgröße mit steigender Glastemperatur und sinkender
Abkühlgeschwindigkeit zu sehen.
Im Gegensatz zu den Ergebnissen von Aldo PGHMS ist für Dynasan 116 die
Partikelgröße der Proben geringer, die bei Raumtemperatur gelagert werden. Eine
mögliche Erklärung dieses Effektes sind unterschiedliche Grade der Rekristallisation
(Vergleich Kapitel 2.1.5). Proben, die direkt auf Kühlschranktemperatur gekühlt werden,
zeigen größere Anteile kristalliner Fettpartikel. Hingegen ist die Kristallisation bei
Formulierungen, die langsam gekühlt oder bei RT gelagert werden möglicherweise
geringer. Ein leichter Anstieg der Partikelgröße nach längerer Lagerung (Daten nicht
gezeigt) deutet auf einen Einfluss der Rekristallisationsrate hin.
Da es bei Aldo PGHMS nach 3 Wochen ebenfalls zu einer Angleichung der
Partikelgrößen kommt, sind auch hier Einflüsse der Rekristallisationsrate und polimorpher
Veränderungen denkbar. Um diese Einflüsse genauer zu untersuchen ist die
Durchführung von DSC-Messungen notwendig. Ein Einfluss der Abkühlgeschwindigkeit
hinsichtlich der Langzeitstabilität kann daher im Rahmen der durchgeführten
Untersuchungen nicht festgestellt werden.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 61
4.4 Partikelform
Die Partikelform von SLN und NLC ist vor allem für die Schutzwirkung der inkorporierten
Wertstoffe von großer Bedeutung. Auf den Einfluss von Partikelform und Kristallstruktur
auf die Beladung von SLN bzw. NLC ist in Kapitel 2.1.3, 2.1.4 und 2.1.6 eingegangen
worden.
Aufgrund der Verwendung eines Emulgators ohne zusätzliche Stabilisatoren ist davon
auszugehen, dass die Triglyceridpartikel plättchenförmig vorliegen. Eine Cryo-TEM-
Aufnahme einer Trimyristin Suspension ist in GRAMDORF et al. (2008) zu finden. In
Abb. 4-10 sind Cryo-TEM-Aufnahmen der PGHMS NLC in Abhängigkeit der
Herstellungsbedingungen zu sehen.
Abb. 4-10: Cryo-TEM-Aufnahmen von PGMS NLC hergestellt mit (a) 1 Zyklus bei 500 bar und (b) 7 Zyklen bei 1500 bar [GRAMDORF et al. 2008]
Wie in Abb. 4-10 deutlich wird, ist es möglich, für einen geringen Energieeintrag von
500 bar und 1 Zyklus Partikel zu finden, welche dem core-shell-Modell entsprechen
(Abb. 4-10 a). Der internen Kommunikation mit dem Max Rubner-Institut, welches die
Aufnahmen anfertigte, war jedoch zu entnehmen, dass diese Form der Partikel nur
vereinzelt zu finden ist. Der wesentlich größere Teil der Formulierung liegt plättchenförmig
vor, wie es nach größeren Energiedichten bei der Herstellung (Abb. 4-10 b) zu sehen ist.
Aufgrund der plättchenförmigen Gestalt ist davon auszugehen, dass große Teile des ß-
Carotins an die Oberfläche der Partikel gedrückt werden, wo sie Oxidationsreaktionen
verstärkt ausgesetzt sind.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 62
4.5 ß-Carotinlöslichkeit
Aufgrund der besseren Bioverfügbarkeit gelösten ß-Carotins (Vergleich Kapitel 2.2.3) ist
die Ermittlung der molekularen Struktur in den Formulierungen von besonderer
Bedeutung. Auch die koloristischen Eigenschaften werden durch die molekulare bzw.
supramolekulare Struktur beeinflusst (Vergleich Kapitel 2.2.2).
4.5.1 Molekulare Struktur
Da aus den Extinktionsspektren der Formulierungen Rückschlüsse auf die molekulare
Struktur des ß-Carotins gezogen werden können, werden die Spektren der
Formulierungen in Verdünnung aufgenommen. Die für die Untersuchung verwendeten
PGMS SLN und NLC sind aus der ersten Charge hergestellt. Die Herstellungs-
bedingungen der untersuchten Formulierungen sind 500 bar und 5 Zyklen, die
Herstellungstemperatur beträgt 80 °C. Bei Formulier ungen, bei denen „120 °C“ vermerkt
ist, wird das ß-Carotin-Fett-Gemisch für 15 sec. auf 120 °C im Ölbad erhitzt, um die
Löslichkeit des ß-Carotins zu erhöhen (Vergleich Kapitel 2.2.5). Die anschließende
Hochdruckhomogenisierung erfolgt bei 80 °C. Die Par tikelgrößen der photospektro-
metrisch vermessenen Formulierungen sind Tab. 4-5 zu entnehmen.
Tab. 4-5: Partikelgröße und ß-Carotingehalt der Dyn 116 SLN und PGMS SLN/NLC Formulierungen
Formulierung ß-Carotin-
gehalt
PCS
z-Average
Formulierung ß-Carotin-
gehalt
PCS
z-Average
Dyn 116 (80 °C) 0,100 mg/g k. A. PGMS (80 °C) 0,05 mg/ g 287 nm
Dyn 116 (80 °C) 0,050 mg/g 158 nm PGMS (120 °C) 0,05 mg/g 288 nm
Dyn 116 (80 °C) 0,035 mg/g 168 nm PGMS NLC 0,05 mg/g 273 nm
Dyn 116 (120 °C) 0,050 mg/g 156 nm
Der Vergleich der Partikelgrößen von Dynasan 116 und PGHMS SLN bzw. NLC zeigt
deutlich größere Partikeldurchmesser von PGHMS-Formulierungen, jedoch keinen
Einfluss der kurzzeitigen Erhitzung auf 120 °C auf die Partikelgröße. In Abb. 4-11 sind die
Spektren der SLN-Formulierungen mit Dynasan 116 und unterschiedlichen ß-
Carotingehalten verdünnt auf 3,5 ppm ß-Carotin zu sehen.
Es ist zu erkennen, dass die Spektren stark durch die partikuläre Struktur der
Formulierungen gestört werden. Je geringer der ß-Carotingehalt, desto größer ist der
Störeinfluss durch die Lichtstreuung der Partikel, was am flachen Kurvenverlauf sichtbar
wird. Da bei niedrigen ß-Carotinkonzentrationen ein geringerer Verdünnungsfaktor nötig
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 63
ist, um 3,5 ppm ß-Carotin zu erhalten, zeigen diese Spektren eine größere Extinktion
durch das kristalline Fett.
300 350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
ß-Carotin in Hexan
0,035% ß-Carotin
0,05% ß-Carotin
0,1% ß-Carotin
Abb. 4-11: Spektren der SLN-Formulierungen mit Dynasan 116 und unterschiedlichen ß-Carotingehalten verdünnt auf 3,5 ppm ß-Carotin im Vergleich zur molekularen Lösung in n-Hexan
Bei den Formulierungen mit 0,05 und 0,1 % ß-Carotin sind kleine Maxima durch das
ß-Carotin zu erkennen. Diese liegen, im Vergleich zur molekularen Lösung von ß-Carotin
in n-Hexan, um 10 nm bathochrom (zu höheren Wellenlängen) verschoben. Ein Einfluss
der Beladung auf die Lage der Extinktionsmaxima ist nicht zu erkennen.
Zusätzlich wurde der Einfluss der Herstellungstemperatur auf die Lage der
Extinktionsspektren bestimmt, da durch höhere Temperaturen ein größerer Anteil
ß-Carotin in Lösung geht (siehe Kapitel 2.2.5). Diese sind in Abb. 4-12 für Dynasan 116
und Aldo PGHMS dargestellt.
350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
ß-Carotin in Hexan
PGMS SLN 80°C
PGMS SLN 120°C
PGMS NLC
D116 SLN 80°C
D116 SLN 120°C
Abb. 4-12: Spektren der SLN-Formulierungen in Abhängigkeit des Fettes und der Herstellungstemperatur sowie NLC verdünnt auf 3,5 ppm ß-Carotin im Vergleich zur molekularen Lösung in n-Hexan
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 64
Aufgrund der fast doppelt so großen PGMS SLN-Partikel im Vergleich zu
Dynasan 116 SLN, ist für diese Formulierungen der Störeinfluss durch die Lichtstreuung
der Partikel zu groß und ein Ablesen der Maxima nicht möglich. Für Dynasan 116 sind,
wie auch in Abb. 4-11, kleine Maxima zu erkennen, die jedoch unabhängig von der
Herstellungstemperatur um 10 nm bathochrom verschoben sind.
Die gleiche Verschiebung tritt bei PGMS NLC auf, dessen Spektrum ebenfalls in
Abb. 4-12 dargestellt ist. Trotz vergleichbarer Partikelgröße mit den PGMS SLN ist hier
die Ausprägung der Extinktionsmaxima durch das enthaltene ß-Carotin deutlich zu
erkennen. Dies ist durch den Anteil flüssigen Lipides und der damit geringeren Streuung
durch kristallines Fett zu erklären. Die bathochrome Verschiebung beträgt jedoch auch
hier 10 nm.
Eine mögliche Ursache der bathochromen Verschiebung ist eine „Störung“ des
Absorptionsspektrums durch die Lipide. Um diesen Effekt auszuschließen, werden
Differenzspektren von beladenen und unbeladenen SLN-Formulierungen in Verdünnung
aufgenommen. Die Ergebnisse sind in Abb. 4-13 für verschiedene Lipide dargestellt.
350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
ß-Carotin in HexanPGMSD116M812
Abb. 4-13: Differenzspektren der SLN-Formulierungen und Emulsion mit ß-Carotin im Vergleich zur molekularen Lösung in n-Hexan
Unabhängig vom verwendeten Fett bzw. Öl ist auch in den Differenzspektren eine
Verschiebung von 10 nm im Vergleich zur molekularen Lösung in n-Hexan zu erkennen.
Kristalline Anteile in den Formulierungen sind als Ursache für die Verschiebung eher
unwahrscheinlich, da kristalline J-Aggregate eine deutlich größere Verschiebung, selbst
bei Partikelgrößen < 50 nm, verursachen (Vergleich Kapitel 2.2.2). Auch eine Mischung
aus molekular gelösten Anteilen und kristallinem ß-Carotin kommt als Ursache nicht in
Frage, da die Verschiebung unabhängig von der eingesetzten ß-Carotinkonzentration ist.
Eine mögliche Erklärung ist die Verschiebung des Extinktionssprektrums durch den
Lösungmitteleffekt des Emulgators (Vergleich Kapitel 2.2.2). Da dieser polarer als das
Wasser ist, ist sein Einfluss auf die Lage der Extinktionsmaxima größer. Eine
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 65
Wechselwirkung von Wasser und Emulgator ist dabei nicht auszuschließen. Diese Theorie
wird durch AZIS et al. (1971) bestätigt, welche für Tween 80-stabilisierte Solubilisate von
ß-Carotin in Linoleat ein Extinktionsmaximum von 460 nm angeben. Es kann daher davon
ausgegangen werden, dass der extinktionsbeeinflussende Teil des ß-Carotins molekular
gelöst vorliegt. Solubilisate von ß-Carotin und Tween 80 mit ihrer charakteristischen
Verschiebung aufgrund der Aggregation der ß-Carotinmoleküle werden nicht sichtbar.
Kristalline Anteile des ß-Carotins bilden in den Formulierungen Aggregate, die durch
Sedimentation während der Lagerung sichtbar werden. Bei der photospektrometrischen
Messung werden diese offenbar nicht erfasst. Eine exakte Ermittlung der molekularen
Struktur von SLN/NLC und Emulsionen ist daher mit spektrophotometrischer Messung
allein nicht möglich. Für exaktere Aussagen sind weiterführende Messungen nötig, wie
z.B. Infrarot- oder Ramanspektroskopie, Röntgenbeugung, NMR (Nuclear Magnetic
Resonance)-oder ESR (Electron Spin Resonance)-Spektroskopie [MEHNERT, MÄDER
2001].
4.5.2 ß-Carotingehalt
Da in der spektrophotometrischen Untersuchung kein Einfluss der ß-Carotinkonzentration
auf die Lage der Extinktionsmaxima festgestellt werden kann, muss eine andere
Möglichkeit gefunden werden, um Aussagen über die Beladungsmöglichkeiten von
SLN/NLC machen zu können.
Bei der Herstellung von SLN mit einem Überschuss an ß-Carotin kommt es bei der
Kristallisation der Fette zu einem Herausdrücken des überschüssigen Wertstoffes
(Vergleich Kapitel 2.1.3). ß-Carotin, das nicht in den SLN/NLC-Partikel inkorporiert oder
an deren Oberfläche gebunden ist und kristallin in der kontinuierlichen Phase vorliegt,
sedimentiert im Laufe der Lagerung. Dies kann durch Zentrifugation beschleunigt werden.
Wie sich bei den Versuchen zeigte, ist die Abtrennung der ß-Carotinkristalle bei der
hergestellten Emulsion nicht möglich, da es zur Koaleszenz des Öles kommt. Die
Ergebnisse dieser Versuche, wie auch der NLC-Formulierungen und der Herstellung bei
90 °C und 120 °C sind im Anhang zu finden.
In Abb. 4-14 sind die Ergebnisse der L*a*b*-Messungen nach der Herstellung (0.Z) im
Vergleich zu den Werten nach dem 6. Zentrifugendurchgang (6.Z) für die Fette Dynasan
118, Dynasan 116 und Dynasan 114 in Abhängigkeit der Temperatur dargestellt. Die
Formulierungen enthielten nach der Herstellung 0,1 % (Masse) ß-Carotin. Da sich die
entstehenden Diagramme der drei Fette stark ähneln, sind die Ergebnisse für Dyn 116
und Dyn 114 nur tabellarisch aufgeführt. Die Ergebnisse der Emulsion und NLC sowie für
PGHMS SLN sind im Anhang (Abb. 8-5) zu finden.
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 66
0 10 20 30 40 50 60 70
75 °C 0.Z
80 °C 0.Z
85 °C 0.Z
75 °C 6.Z
80 °C 6.Z
85 °C 6.Z
0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00
L* 58,54 58,30 59,47 65,62 65,12 63,77
a* 20,10 20,69 21,27 19,61 19,84 21,10
b* 50,72 51,72 58,04 61,87 62,32 64,39
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
L* 59,05 59,05 59,33 67,06 66,26 63,63
a* 19,11 20,63 21,00 16,88 18,21 20,03
b* 51,08 55,16 58,04 63,62 66,46 64,92
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
L* 60,56 59,17 57,03 66,92 66,15 61,99
a* 18,29 20,21 21,65 16,68 17,33 19,95
b* 55,30 54,04 54,47 65,21 65,01 61,34
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
Dyn114
Dyn116
Dyn118
0 10 20 30 40 50 60 70
75 °C 0.Z
80 °C 0.Z
85 °C 0.Z
75 °C 6.Z
80 °C 6.Z
85 °C 6.Z
0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00
L* 58,54 58,30 59,47 65,62 65,12 63,77
a* 20,10 20,69 21,27 19,61 19,84 21,10
b* 50,72 51,72 58,04 61,87 62,32 64,39
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
L* 59,05 59,05 59,33 67,06 66,26 63,63
a* 19,11 20,63 21,00 16,88 18,21 20,03
b* 51,08 55,16 58,04 63,62 66,46 64,92
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
L* 60,56 59,17 57,03 66,92 66,15 61,99
a* 18,29 20,21 21,65 16,68 17,33 19,95
b* 55,30 54,04 54,47 65,21 65,01 61,34
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
Dyn114
Dyn116
Dyn118
Abb. 4-14: L*a*b* Farbwerte vor dem Zentrifugieren (0.Z) und nach dem Zentrifugieren (6.Z) von Dyn118, Dyn116 und Dyn114 SLN in Abhängigkeit der Herstellungstemperatur
Aus Abb. 4-14 geht hervor, dass es bei allen drei Fetten unabhängig von der Temperatur
nach dem Zentrifugieren zu einer Zunahme des L*-Wertes und damit zu einer Aufhellung
der Probe kommt. Dies ist auf die Abtrennung der trübungsverursachenden dunkelroten
ß-Carotinkristalle zurückzuführen, was zusätzlich an der leichten Abnahme des a*-Wertes,
also dem Maß für die rote Farbe, erkennbar ist. Am größten ist die Zunahme des b*-
Wertes, da durch das steigende Verhältnis von gelöstem zu kristallinem ß-Carotin die
Gelbfärbung zunimmt. Über den Einfluss der molekularen Struktur auf die Farbe von ß-
Carotin wurde in Kapitel 2.2.2 berichtet.
Der Vergleich der unterschiedlichen Fette und Temperaturen vor dem Zentrifugieren
zeigt, dass mit sinkender Fettsäurekettenlänge und steigender Temperatur, die Werte für
L* und b* in der Regel zunehmen. Dies deutet auf eine verbesserte Löslichkeit des
ß-Carotins bei hohen Temperaturen und niedriger FS-Kettenlänge hin. Ausnahmen sind
bei Dynasan 114 zu finden, welche sich jedoch nicht in den ermittelten Werten für die
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 67
ß-Carotinkonzentration (siehe Abb. 4-15) niederschlagen. Eine Ursache der
Schwankungen konnte nicht ermittelt werden.
Im Vergleich der Werte nach der Zentrifugation ist mit steigender Temperatur eine
Abnahme der Werte für L* zu erkennen. Da bei diesen Formulierungen weniger
kristallines ß-Carotin abgetrennt wurde, erscheinen sie dunkler als Formulierungen mit
größeren Mengen an Sediment.
Um zu ermitteln, welche Konzentration an ß-Carotin in bzw. an die Partikel gebunden
ist, wurde nach der Zentrifugation eine ß-Carotinbestimmung durchgeführt. Abb. 4-15
zeigt die photospektrometrisch ermittelten Werte für die ß-Carotinkonzentration nach dem
Zentrifugieren in Abhängigkeit der Herstellungstemperatur und des verwendeten Fettes.
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
75 °C 80 °C 85 °CHerstellungstemperatur
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
[g/1
00g
]
Dyn 114 SLNDyn 116 SLNDyn 118 SLN]
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
75 °C 80 °C 85 °CHerstellungstemperatur
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
[g/1
00g
]
Dyn 114 SLNDyn 116 SLNDyn 118 SLN]
Abb. 4-15: Einfluss der Herstellungstemperatur und des Fettes auf die ß-Carotinbeladung
Es wird deutlich, dass bei höheren Temperaturen mehr ß-Carotin in den Formulierungen
vorliegt, was durch eine verbesserte Löslichkeit erklärt werden kann (Vergleich Kapitel
2.2.5). Eine Erhöhung der Herstellungstemperatur von 10 °C bewirkt eine Steigerung der
ß-Carotin-Massenkonzentration von mindestens 60 %. Die Erhöhung steigt mit steigender
FS-Kettenlänge, so dass für Dynasan 118 die Wertstoffbeladung mehr als verdoppelt
werden konnte. Trotz dieser enormen Steigerung liegt die ß-Carotinkonzentration für
Dynasan 118 SLN bei 85 °C unter der von Dynasan 114 SLN bei gleicher Herstellungs-
temperatur. Die bessere Wertstoffaufnahme bei Verwendung kurzkettiger Triacylglyceride
wurde in Kapitel 2.2.5 für Öle beschrieben. Da es bei reinen Triglycerid-SLN zur
Ausbildung einer plättchenförmigen Struktur und dem Herausdrücken des Wertstoffes
kommt, ist zusätzlich davon auszugehen, dass große Teile des ß-Carotins an die
Herstellung der SLN/NLC und Emulsionen 68
Oberfläche der Partikel gebunden sind. Durch die Abnahme der Kristall- und damit
Partikelgröße mit sinkender Kettenlänge, steht bei Dynasan 114 eine größere Oberfläche
zur Verfügung, an welche ß-Carotin gebunden sein kann.
Die mit dieser Methode ermittelten Werte der ß-Carotinkonzentration lassen allerdings
nur den Vergleich der Herstellungstemperaturen und eingesetzten Fette zu und geben
keine Auskunft über die molekulare Struktur des ß-Carotins. Es kann nicht
ausgeschlossen werden, dass weiterhin kristallines ß-Carotin in den Formulierungen
enthalten ist. Dieses kann in den Partikeln, an ihre Oberfläche sowie in Emulgatormizellen
gebunden sein.
Stabilität von SLN/NLC 69
5 Stabilität von SLN/NLC
Die Stabilität der Formulierungen ist von Interesse, da für die Anwendung in Lebensmitteln
die Lagerfähigkeit der Produkte vor dem Einsatz von Bedeutung ist. Die Notwendigkeit
einer zeitnahen Produktion und schnellen Verarbeitung würde den logistischen Aufwand
enorm erhöhen.
5.1 Einflüsse auf die Langzeitstabilität
Die Lagerstabilität der Formulierungen und damit die Effektivität des eingesetzten
Emulgators wird anhand der Partikelgröße bestimmt. Da die Proben dunkel gelagert
werden und auch der Eintrag mechanischer Energie weitestgehend vermieden wird, ist
der Haupteinflussfaktor die Temperatur. Effekte, wie das spontane Gelieren der
Formulierung sind bisher wenig untersucht (Vergleich Kapitel 2.1.6). In der Regel geht
diesem jedoch ein Anstieg der Partikelgröße voraus.
5.1.1 Miglyol 812 Emulsion
Die Untersuchung der Langzeitstabilität zeigt, dass es bei allen hergestellten Miglyol
Emulsionen unabhängig vom Emulgatorgehalt und der Lagertemperatur nach wenigen
Wochen zu Koaleszenz kommt, die anhand von Fetttröpfchen auf der Oberfläche der
Formulierungen deutlich zu erkennen ist. Da sich die gebildeten Fetttröpfchen auch bei
der Partikelgrößenmessung an der Oberfläche der Messzellen befinden, ist die Erfassung
ihrer Größe nicht möglich. Die in der Emulsion verbliebenen Tröpfchen zeigen ab einer
Emulgatorkonzentration von 1 % keine Zunahme der Partikelgröße (Daten nicht gezeigt).
5.1.2 Triglycerid SLN
Proben von Dynasan 116, die über längere Zeit gelagert werden, zeigen oft Anhaftungen
am Boden bzw. dem Deckel der Vials. Diese sind insbesondere bei Formulierungen
vorhanden, die bei 300 bar bzw. 1 Zyklus hergestellt werden. Ausgelöst wird dieser Effekt
offenbar durch Unebenheiten der Glaswand. Je größer die Partikel sind, desto schneller
kommt es zu Ablagerungen an der Gefäßwand. Wie in Kapitel 2.1.6 beschrieben, kann
dieses Problem durch eine Beschichtung der Gefäßwand verhindert werden. Eine
Sedimentation aufgrund von Koagulation der Fettpartikel ist unwahrscheinlich, da in der
Formulierung kein Partikelgrößenwachstum (mit Ausnahme der Kristallisation der Partikel)
festgestellt werden kann.
Die eben genannte Kristallisation ist als Grund für die ansteigende Partikelgröße von
Formulierungen zu sehen, die über 300 Tage im Kühlschrank bei 4-8 °C gelagert werden.
Stabilität von SLN/NLC 70
Tab. 5-1 zeigt den Vergleich der mittleren Partikeldurchmesser (z-Average (PCS)) von
Dynasan 116 SLN in Abhängigkeit des Druckes und der Zyklenzahl.
Tab. 5-1: Langzeitstabilität von Dynasan 116 SLN in Abhängigkeit der Emulgator-konzentration, der Zyklenzahl und des Druckes bei der Herstellung, Lagertemperatur 7 °C
3 Zyklen 5 Zyklen 7 Zyklen
5% Tween 80 1. Tag 307. Tag 1. Tag 307. Tag 1. Tag 307. Tag
500 bar 215 nm 226 nm 169 nm 189 nm 155 nm 175 nm
750 bar 179 nm 200 nm 153 nm 170 nm 138 nm 155 nm
6 % Tween 80 1. Tag 307. Tag 1. Tag 307. Tag 1. Tag 307. Tag
500 bar 198 nm 209 nm 163 nm 184 nm 152 nm 165 nm
750 bar 159 nm 179 nm 139 nm 157 nm 131 nm 148 nm
Die Ergebnisse zeigen unabhängig von Emulgatorkonzentration, Zyklenzahl oder Druck
einen Anstieg des z-Average (PCS) von durchschnittlich 17 nm während der Lagerung.
Dies kann auf die nicht abgeschlossene Kristallisation der Fette nach einem Tag
Kühlschranklagerung bzw. stattfindende polymorphe Änderungen der Kristallstruktur
zurückgeführt werden (Vergleich Kapitel 2.1.5). Proben, die erst am dritten Tag nach der
Herstellung vermessen werden, zeigen während der weiteren Lagerung keinen Anstieg
der Partikelgröße (Daten nicht gezeigt). Die Partikelgrößenzunahme in den ersten 3
Tagen der Lagerung ist in Abb. 5-1 zu sehen. Dabei ist die differentielle Volumenverteilung
von Dynasan 116 SLN (ohne ß-Carotin) in Abhängigkeit der Lagertemperatur und -dauer
dargestellt.
s
q 3(x
) [µ
m-1
]
ss
q 3(x
) [µ
m-1
]
Abb. 5-1: Volumenverteilung des Partikeldurchmessers von Dyn116 SLN in Abhängigkeit der Lagertemperatur und -dauer
Stabilität von SLN/NLC 71
Während Dynasan 116 SLN, die bei 20 °C gelagert wur den, einen LD(Mean) von 123 nm
(LD(99%)=285 nm) aufweisen, zeigen Proben bei Kühlschranklagerung (gleiche
Lagerdauer) einen LD(Mean) von 130 nm (LD(99%)=356 nm). Die Partikelgröße einer
Dynasan 116 SLN-Formulierung zeigt nach drei Tagen bei 7 °C eine weitere Verschiebung
der Partikelgrößenverteilung zu größeren Durchmessern. Der LD(Mean) dieser Probe
beträgt 138 nm (LD(99%)=383 nm). Die Zunahme des durchschnittlichen Partikel-
durchmessers der Laserdiffraktometermessung (15 nm) liegt dabei im Bereich der mittels
PCS gemessenen Größenzunahme (17 nm). Für eine exakte Klärung, ob die
Partikelgrößenzunahme auf die Kristallisation der Fette oder eine polymorphe
Umwandlung zurückzuführen ist, sind DSC-Messungen notwendig.
Der Einfluss der Lagertemperatur auf Dynasan 116 und Dynasan 118 Formulierungen
ist äußerst gering. In der Regel weisen Formulierungen im Kühlschrank einen um 1-5 nm
größeren Durchmesser (z-Average (PCS)) auf. Auch nach längerer Lagerung ist weder
bei KS noch bei RT eine deutliche Änderung der Partikelgröße feststellbar.
Dynasan 114 Formulierungen bilden einen Sonderfall, da es bei ihnen zum Auftreten
einer unterkühlten Schmelze (Vergleich Kapitel 2.1.5) unter Lagerung bei
Raumtemperatur kommt. Daher ist die Partikelgröße im Kühlschrank größer, was aber
durch das Auskristallisieren der Fettpartikel zu erklären ist und keine Instabilität darstellt.
5.1.3 Propylenglycolmonostearat SLN und NLC
Die Einflüsse der Lagertemperatur auf die Partikelgröße bei unterschiedlichen Fetten
differieren. Dies wird beim Vergleich von Triglycerid-Formulierungen mit PGHMS-
Formulierungen deutlich. Abb. 5-2 zeigt die Abhängigkeit der Partikelgröße vom
Emulgatorgehalt und der Lagertemperatur für PGHMS NLC.
0
200
400
600
800
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3
Emulgatorgehalt [%]
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]
nach Herstellungnach 6 Monaten, KSnach 2 Jahren, RT
Abb. 5-2: Einfluss von Lagertemperatur und Emulgatorgehalt auf die Partikelgröße von PGMS NLC (0,035 % ß-Carotin)
Stabilität von SLN/NLC 72
Es wird deutlich, dass es während der Lagerung bei Raumtemperatur zu einem größeren
Partikelgrößenwachstum kommt als bei Lagerung im Kühlschrank (4-8 °C). Überraschend
ist dabei, dass die Partikelgröße nur bei Emulgatorgehalten über 0,75 % steigt. Die
Formulierung mit 2,5 % Tween 80 war aufgrund vollständiger Gelierung nach 2 Jahren
nicht mehr messbar. Formulierungen, deren Tröpfchen bei der Herstellung nicht
hinreichend stabilisiert wurden (Koaleszenz) und damit größere Partikel aufweisen, zeigen
nach 6 Monaten kaum Partikelgrößenwachstum. Bei Lagerung im Kühlschrank ist der
Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße geringer. Einzig bei 2,5 % Tween 80
ist eine deutliche Zunahme der Partikelgröße zu beobachten. Eine mögliche Erklärung für
dieses Phänomen ist die Ostwald Reifung. Entstehen bei der Herstellung der
Formulierung durch große Emulgatorgehalte vereinzelt kleine Partikel, die zu einer
polydispersen Dispersion führen, ist die Ostwald Reifung begünstigt. Dieser Effekt ist
auch bei PGHMS SLN zu erkennen (siehe Abb. 5-3).
0
100
200
300
400
500
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3
Emulgatorgehalt [%]
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]
nach Herstellungnach 12 Wochen, KSnach 20 Monaten, KS
Abb. 5-3: Einfluss des Emulgatorgehalts auf die Partikelgröße von PGMS SLN (ohne ß-Carotin)
Auch hier tritt der Effekt ausschließlich bei einem Emulgatorgehalt von 2,5 % auf -
allerdings weniger stark als bei der NLC-Formulierung in Abb. 5-2. Analoge Ergebnisse
werden mit der zweiten Charge von Aldo PGHMS erzielt (Daten nicht gezeigt). Aufgrund
der höheren Emulgatorkonzentration, die bei der zweiten Charge nötig ist, um stabile
Partikel herzustellen, ist Ostwald Reifung jedoch erst bei Emulgatorkonzentrationen über
2,5 % zu beobachten.
Aufnahmen der Volumenverteilung von PGHMS NLC (siehe Abb. 5-4) unterstützen
diese Theorie zusätzlich. Wie in Abb. 4-3 (Kapitel 4.1.3) gezeigt wird, kommt es mit
steigendem Emulgatorgehalt zur Ausbildung einer bimodalen Verteilung. Der
Volumenanteil des ersten Peaks steigt dabei mit zunehmendem Emulgatoreinsatz (siehe
auch HENTSCHEL et al. 2008). Abb. 5-4 zeigt die durch Ostwald Reifung hervorgerufene
Stabilität von SLN/NLC 73
Abnahme des ersten Peaks bei gleichzeitiger Zunahme des zweiten mit
voranschreitender Lagerdauer der Formulierungen.
d
q 3(x
) [µ
m-1
]
dd
q 3(x
) [µ
m-1
]
Abb. 5-4: Umwandlung der Partikelgrößenverteilung von PGMS NLC (0,035 % ß-Carotin) während der Lagerung bei 7 °C
Es ist im Vergleich der Partikelgrößenverteilungen nach 4 und 7 Monaten nur eine
minimale Veränderung zu erkennen, was auf einen Abschluss der Ostwald Reifung
hindeutet. Dass diese nach ungefähr 10 Wochen bei Lagerung im Kühlschrank
abgeschlossen ist, kann Abb. 5-5 entnommen werden. Sie zeigt die Partikelgrößen von
PGMS NLC (0,035 % ß-Carotin), die mit 2,5 % Tween 80 hergestellt wurden. Zusätzlich
wird der Einfluss von α-Tocopherol auf die Partikelgröße bestimmt.
200
400
600
800
1000
1200
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
Lagerzeit [Wochen]
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
20°C ohne α-Tocopherol
20°C mit α-Tocopherol
4-8°C ohne α-Tocopherol
4-8°C mit α-Tocopherol
j
200
400
600
800
1000
1200
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55
Lagerzeit [Wochen]
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
20°C ohne α-Tocopherol
20°C mit α-Tocopherol
4-8°C ohne α-Tocopherol
4-8°C mit α-Tocopherol
j
Abb. 5-5: Einfluss der Lagertemperatur auf die Partikelgröße von PGHMS NLC (0,035 % ß-Carotin) mit und ohne α-Tocopherol
Stabilität von SLN/NLC 74
Deutlich zu erkennen ist der Unterschied zwischen KS-Lagerung und RT-Lagerung. Im
Kühlschrank kommt es schon nach kurzer Lagerdauer zu einer Verfestigung der
Formulierung - sie wird zähflüssig, bis sie schließlich vollkommen geliert. Bei Lagerung im
Kühlschrank ist die Partikelgröße nach Abschluss der Ostwald Reifung über mindestens
1 Jahr konstant. Ein Einfluss des α-Tocopherols auf die Partikelgröße ist nicht zu
erkennen, es ist allerdings ein Einfluss auf den enthaltenen ß-Carotinanteil sichtbar.
Während die Proben ohne Tocopherol durch die regelmäßig stattfindenden Messungen
(Öffnen der Vials) schnell ihre Farbe verlieren, ist in Formulierungen mit α-Tocopherol das
ß-Carotin über einen längeren Zeitraum stabil (siehe auch Kapitel 6.2.2).
5.2 Konservierungsmöglichkeiten und Redispergierbar keit
5.2.1 Sprühtrocknung
Die Sprühtrocknung ist eine Möglichkeit pulverförmige Wertstoffformulierungen
herzustellen. Dies ist besonders von Bedeutung, wenn Wertstoff und/oder Trägermaterial
in wässriger Umgebung instabil sind. Die Produktion ist im Falle von SLN/NLC sehr
aufwendig und vergleichsweise kostenintensiv. Während in der Milchindustrie für die
Herstellung von Milchpulver der Trockensubstanzgehalte vor der Sprühtrocknung durch
Verdampfer auf mindestens 40 % erhöht wird [KESSLER 1996], muss für eine erfolgreiche
Sprühtrocknung von SLN/NLC der Trockensubstanzgehalt sogar reduziert werden
(Vergleich Kapitel 2.1.7).
Unter Verwendung von Hilfsstoffen wie Kohlenhydraten können Produkte erzielt
werden, die eine kleine Partikelgröße infolge guter Redispergierbarkeit zeigen. Der
Einfluss von Saccharose auf die Redispergierbarkeit von Dynasan 118 SLN mit ß-Carotin
ist in Abb. 5-6 dargestellt. Die Formulierungen wurden für die Sprühtrocknung 1:10 mit
entionisiertem Wasser verdünnt, so dass ein Trockensubstanz-Gehalt von 1 % erreicht
wird. Die Austrittstemperatur nach der Sprühtrocknung beträgt zwischen 67 °C und 71 °C.
Es wird in Abb. 5-6 deutlich, dass eine Ultraschallbehandlung für die Redispergierung
nötig ist. Ohne diese zusätzliche Dispergierung bilden sich größere Klumpen, die auch
durch Schütteln nicht entfernt werden können. Auch die Redispergierung auf Fettgehalte
der Ausgangsformulierung ist nicht möglich. Findet jedoch eine Verdünnung der
redispergierten Partikel mit zusätzlicher Ultraschallbehandlung statt, so sind gute
Ergebnisse erzielbar.
Stabilität von SLN/NLC 75
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
Ausgangsmaterial (10% lipid)
Redispersion (10% lipid)
Redispersion nachUltraschallbad
Verdünnung nachUltraschallbad
z-A
vera
ge
(P
CS
) [n
m] _
Dynasan 118, 0,03% ß-Carotin,ohne SaccharoseDynasan 118, 0,03% ß-Carotin,mit Saccharose
h
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
Ausgangsmaterial (10% lipid)
Redispersion (10% lipid)
Redispersion nachUltraschallbad
Verdünnung nachUltraschallbad
z-A
vera
ge
(P
CS
) [n
m] _
Dynasan 118, 0,03% ß-Carotin,ohne SaccharoseDynasan 118, 0,03% ß-Carotin,mit Saccharose
h
Abb. 5-6: Partikelgröße der Ausgangsformulierungen von Dyn 118 und der redispergierten Proben nach der Sprühtrocknung, Einfluss von Saccharose als Hilfsstoff
Der Vergleich der Formulierungen ohne Saccharose mit der Formulierung, welcher bereits
bei der Herstellung Saccharose (20 % in der Formulierung) zugesetzt wird, zeigt, dass
Saccharose zu einer Vergrößerung der Partikel nach der Herstellung führt. Auch die
redispergierte Probe weist größere Partikel auf als die Formulierung ohne Saccharose.
Nach der Ultraschallbehandlung wird jedoch deutlich, dass die zugesetzte Saccharose die
Partikel effektiv vor Aggregation schützt und zu verdünnten Redispersionen führt, deren
Partikelgröße (z-Average (PCS)) nur 30 % über der Ausgangsformulierung liegt
(Ausgangsformulierung: 270 nm, Redisperision: 350 nm).
Formulierungen, die mit Saccharoselösung (20 % Saccharose) verdünnt werden
(Daten nicht gezeigt), zeigen im Vergleich der sprühgetrockneten Proben ohne
Saccharose ebenfalls eine Verbesserung der Redispergiereigenschaften. Jedoch steigt
die Partikelgröße nach der Redispergierung auf 170 % der Ausgangsformulierungen,
obwohl die redispergierten Partikel eine Größe von 361 nm aufweisen, also im Bereich
der redispergierten Formulierung liegen, die mit Saccharose hergestellt wurde. Dies ist
auf die kleineren Partikeldurchmesser der Ausgangsformulierung ohne Saccharose
zurückzuführen.
Es kann nicht ausgeschlossen werden, dass die vermutlich höhere Partikelgröße der
Proben mit Saccharose durch eine Verfälschung der PCS-Messung hervorgerufen wird.
Mit dem Anteil an Saccharose verändert sich die Viskosität des Dispersionsmediums und
damit die Brownsche Molekularbewegung, was zu abweichenden Ergebnissen führen
kann.
Stabilität von SLN/NLC 76
Mit Formulierungen, die Saccharose enthalten, beträgt die Ausbeute ungefähr 25 %. Die
enormen Verluste sind durch Anhaftungen an der Gefäßwand und Produktaustrag über
die Abluft zu erklären. Proben ohne Saccharose liefern wesentlich schlechtere bis keine
Ausbeute, da bei ihnen der Großteil des Fettes an der Gefäßwand kleben bleibt.
Limitierend auf die Eignung der Formulierung für die Sprühtrocknung wirkt die
Schmelztemperatur des verwendeten Fettes. Wie in Kapitel 2.1.7 beschrieben, ist für die
Durchführung der Sprühtrocknung ohne Aufschmelzen und Aggregation der Partikel ein
Schmelzpunkt von mindestens 65 °C nötig. Um diesen Einfluss zu untersuchen, werden
Dynasan 116 SLN hergestellt und auf ihre Eignung hinsichtlich der Sprühtrocknung
untersucht. In Abb. 5-7 sind die Ergebnisse der Partikelgrößenmessung (PCS) von
Dyn 116 SLN sowie Dyn 118 NLC dargestellt. Beide Formulierungen werden ohne
ß-Carotin hergestellt. Für die Produktion von Dyn 118 NLC kommt Miglyol 812 zum
Einsatz. Die Menge orientiert sich dabei an der für ß-Carotin NLC zugesetzten Menge an
Lucarotin 10 SUN von 0,3 % (Masse). Die Beschriftung „unverdünnt“ bedeutet, dass die
Ausgangsformulierung ohne zusätzliche Verdünnung sprühgetrocknet wird. „1:10
verdünnt“ bedeutet, dass eine Verdünnung auf 1 % Lipid mit entionisiertem Wasser
stattfindet, die bei „1:10 Saccharoselösung“ 1,85 % Saccharose enthält. Bei diesen
Proben erfolgt die Redispergierung direkt auf 1 % Fett und unter Verwendung eines
Ultraschall-Bades (6 min).
0
500
1000
1500
2000
2500
Dyn 118 NLC mit Saccharose
unverdünnt
Dyn 118 NLC mit Saccharose
1:10 verdünnt
Dyn 116 SLN ohne Saccharose
1:10 Sacch.-lösung
Dyn 116 SLN mit Saccharose
1:10 verdünnt
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]
Ausgangsformulierung
Redisperion 1 % Fett nachUltraschallbehandlung
Abb. 5-7: Partikelgröße (PCS) von Dyn 118 NLC und Dyn 116 SLN vor der Sprühtrocknung und nach der Redispergierung des pulverförmigen Produktes
Stabilität von SLN/NLC 77
Im Vergleich zu den Werten aus Abb. 5-6 wird in Abb. 5-7 deutlich, dass die Partikelgröße
nach der Redispergierung der Proben deutlich größer ist. Dies ist sowohl für Dynasan 118
NLC der Fall als auch für Dynasan 116 SLN. Offensichtlich kommt es bei beiden
Formulierungen zur Aggregation der Partikel. Während für Dynasan 118 SLN die
Temperaturbeständigkeit in Abb. 5-6 gezeigt wurde, kommt es bei den NLC
Formulierungen offenbar durch den Anteil flüssigen Öls zu einem Zusammenkleben der
Partikel. Eine Verdünnung der mit Saccharose hergestellten Formulierung liefert zwar
bessere Ergebnisse als die unverdünnte Formulierung, jedoch ist die Partikelgröße nach
der Redispergierung doppelt so groß wie die der Ausgangsformulierung. Bei der
unverdünnten Probe ist der Wert deutlich größer.
Die Versuche mit Dynasan 116 SLN zeigen sogar eine Vergrößerung der Partikel
nach der Dispergierung auf bis zu 373 % der Ausgangsformulierung. Dabei ist jedoch
auch hier zu erkennen, dass mit der Formulierung, welcher die Saccharose schon beim
Herstellungsprozess zugesetzt wird, bessere Ergebnisse erzielt werden (310 % der
Ausgangsformulierung).
Aufgrund der schlechten Ergebnisse für Dynasan 116 ist davon auszugehen, dass
auch Aldo PGHMS nicht für die Sprühtrocknung geeignet ist. Der Schmelzpunkt von Aldo
PGHMS liegt mit 36-42 °C deutlich unter dem Schmelz punkt von Dynasan 116 (66-67 °C).
Um Veränderungen in der Kristallstruktur von Dynasan 118 infolge der
Sprühtrocknung auszuschließen, wird mittels DSC-Messungen das Schmelzverhalten der
getrockneten und redispergierten Formulierungen im Vergleich zur Ausgangsformulierung
bestimmt. Die Ergebnisse der Messung sind in Abb. 5-14 (Kapitel 5.2.2) dargestellt.
Die Partikelstruktur der sprühgetrockneten Formulierungen wird mithilfe der
Transmissionselektronenmikroskopie untersucht. Aufnahmen der Ausgangsformu-
lierungen oder redispergierten Proben sind mit diesem Gerät nicht möglich, da die Proben
frei von Wasser sein müssen. Eine entsprechende Aufbereitung der dispergierten
Formulierungen führt zur Zerstörung der Fettpartikel. Eine mögliche Alternative ist neben
der Gefrierbruch-TEM in der AFM (Atomic Force Microscopy) zu sehen, bei der die
Dispersion direkt und ohne anlegen eines Vakuums untersucht werden kann [MEHNERT,
MÄDER 2001]. Die TEM-Aufnahme einer sprühgetrockneten Dynasan 118 SLN ist in
Abb. 5-8 zu sehen.
In der Abbildung wird deutlich, dass die Partikel zusammenkleben. Dieser Effekt kann,
wie oben beschrieben, durch den Einsatz von Saccharose deutlich reduziert werden. Die
gebildeten Agglomerate erscheinen in der TEM-Aufnahme als eine geschichtete Struktur.
Dies deutet auf plättchenförmige Partikel hin, die sich durch die Sprühtrocknung über- und
aneinanderlagern.
Stabilität von SLN/NLC 78
Abb. 5-8: TEM-Aufnahme sprühgetrockneter Dynasan 118 SLN (ohne ß-Carotin) 1:10 verdünnt ohne Saccharose, 2500fache Vergrößerung
Die Agglomeratstruktur weist Hohlräume und Poren auf, welche die Redispergierbarkeit
positiv beeinflussen. Da die Proben bereits einige Monate im Kühlschrank gelagert
wurden, ist eine fortschreitende Agglomeration während der Lagerung ebenfalls
vorstellbar. Die makroskopische Struktur erscheint jedoch unverändert pulverförmig.
5.2.2 Gefriertrocknung
Ein großer Vorteil des Einsatzes der Gefriertrocknung ist die produktschonende
Durchführung. Es besteht weder die Gefahr des Aufschmelzens der Fette noch wird
enthaltenes ß-Carotin Hitzestress ausgesetzt. Auch die entstehende poröse Struktur ist
von Vorteil, da sie die Rekonstitution begünstigt. Verluste kleiner Partikel, wie sie bei der
Sprühtrocknung auftreten können, sind bei der Gefriertrocknung reduziert. Völlig
ausgeschlossen werden können sie jedoch auch bei dieser Methode nicht, da durch das
Absaugen der Luft zum Anlegen des Vakuums ebenso Produktverluste auftreten können.
Die Ergebnisse der Gefriertrocknung von Dynasan 118 SLN mit und ohne ß-Carotin
sind in Abb. 5-9 dargestellt. Dabei wird der Einfluss der Saccharose auf die
Redispergierbarkeit der Formulierungen untersucht. Die Proben wurden vor der
Gefriertrocknung 1:10 mit entionisiertem Wasser verdünnt.
Stabilität von SLN/NLC 79
0
200
400
600
800
1000
Ausgangsmaterial Redispersion (1%Fett) Redispersion nachUltraschallbad
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
Dynasan 118 ohne Sacch. 1:10
Dynasan 118 mit Sacch. 1:10
Dynasan 118 0,03% ß-Carotinmit Saccharose 1:10
ds
0
200
400
600
800
1000
Ausgangsmaterial Redispersion (1%Fett) Redispersion nachUltraschallbad
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
Dynasan 118 ohne Sacch. 1:10
Dynasan 118 mit Sacch. 1:10
Dynasan 118 0,03% ß-Carotinmit Saccharose 1:10
ds
Abb. 5-9: Partikelgröße (PCS) der Ausgangsformulierungen von Dyn 118 SLN mit und ohne Saccharose sowie der redispergierten Proben nach der Gefriertrocknung
Wie aus Abb. 5-9 hervorgeht, ist der stabilisierende Effekt der Saccharose der gleiche wie
bei der Sprühtrocknung. Formulierungen, die mit Saccharosezusatz hergestellt werden,
zeigen eine sehr gute Redispergierbarkeit. Dabei erreichen die Partikelgrößen Werte, die
im Vergleich zur Ausgangsformulierung nur um 9-11 % erhöht sind, während die
Partikelgröße der Formulierung ohne Saccharose um 219 % erhöht ist.
Auch ein Schutz des ß-Carotins vor Oxidation (Vergleich Kapitel 2.2.2) bei
Formulierungen, welche mit Saccharose gefriergetrocknet wurden, kann anhand der
verzögerten Entfärbung beobachtet werden. Aber auch bei gefriergetrockneten Proben
ohne Saccharosezusatz ist die Oxidation verzögert, wie auch CINAR (2004) für
gefriergetrocknete Carotinoid-Pigmente aus Pflanzen zeigen konnte.
Da es bei der Gefriertrocknung nicht zur Einwirkung von Hitzestress auf die
Fettpartikel kommt, ist diese Methode auch für Fette mit niedrigeren Schmelzpunkten
anwendbar. Der Einfluss von Verdünnung und Saccharose auf die Redispergierbarkeit
wird daher auch für Dynasan 114 SLN untersucht. Die Ergebnisse sind in Abb. 5-10
dargestellt.
Wie schon für Dynasan 118 zu sehen, hat auch bei Dynasan 114 der
Saccharosezusatz einen stabilisierenden Einfluss. Da bei diesen Formulierungen die
Saccharose erst bei der Verdünnung vor dem Gefrieren zugesetzt wurde, zeigen die
Ergebnisse hier einen Anstieg der Partikelgröße von 61 % nach der Redispergierung.
Auch eine Verdünnung der Proben vor dem Einfrieren konnte das Endergebnis
verbessern, erreicht jedoch nicht die Werte der Formulierung mit Saccharose.
Stabilität von SLN/NLC 80
0
200
400
600
800
1000
1200
Dyn 114 unverdünnt
Dyn 114 1:10 verdünnt
Dyn 114 1:10 Saccharoselösung
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _ Ausgangsformulierung
Redispergierung (1 % Fett)nach Ultraschall
0
200
400
600
800
1000
1200
Dyn 114 unverdünnt
Dyn 114 1:10 verdünnt
Dyn 114 1:10 Saccharoselösung
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _ Ausgangsformulierung
Redispergierung (1 % Fett)nach Ultraschall
Abb. 5-10: Partikelgröße (PCS) der Dynasan 114 Ausgangsformulierung und der redispergierten Formulierung nach der Gefriertrocknung
Der Einfluss von Saccharose und Verdünnung auf die Ergebnisse von Aldo PGHMS
Formulierungen der 1. Charge wie auch der 2. Charge (siehe Anhang), zeigen
abweichende Ergebnisse im Vergleich zu den Triglycerid Formulierungen. Tab. 5-2 zeigt
die mit PCS bestimmten Partikelgrößen nach Redispergierung der gefriergetrockneten
PGMS SLN mit und ohne Saccharose in Abhängigkeit der Verdünnung und zusätzlichen
Saccharosezugabe.
Tab. 5-2: Partikelgrößen (z-Average (PCS)) nach der Redispergierung von Aldo PGHMS SLN der 1. Charge
PGHMS SLN ohne Saccharose PGHMS SLN mit Saccharose
unverdünnt 310 nm 318 nm
1:10 verdünnt 315 nm 408 nm
1:10 Saccharoselösung 430 nm 436 nm
Aus Tab. 5-2 kann abgeleitet werden, dass die Saccharosezugabe bei Aldo PGHMS zu
einer erhöhten Aggregation der Partikel führt. Dies ist vermutlich auf eine Destabilisierung
der Partikel in der Saccharoselösung zurückzuführen, welche eintritt, bevor die Proben
tiefgefroren werden. Auch eine Verdünnung der Formulierungen führt zu einer Abnahme
der Stabilität. Dies kann auf eine Verdünnung der dispersen Phase zurückgeführt werden,
die zu einem Ablösen der Emulgatormoleküle von den Partikeln und daher zu einem
Anstieg der Partikelgröße durch Aggregation führt. Gleiche Ergebnisse konnten für die
zweiten Charge von Aldo PGHMS ermittelt werden, welche in Abb. 8-6 (Anhang)
dargestellt sind.
Auch von den gefriergetrockneten Formulierungen werden TEM-Aufnahmen gemacht.
Die Aufnahmen der Aldo PGHMS mit Saccharose sind für NLC in Abb. 5-11 und für SLN
in Abb. 5-12 dargestellt.
Stabilität von SLN/NLC 81
Abb. 5-11: TEM-Aufnahme gefriergetrockneter PGHMS NLC 1:10 verdünnt mit Saccharose, 2500fache Vergrößerung
Abb. 5-12: TEM-Aufnahme von Aldo PGHMS SLN 1:10 mit Saccharose, 2500fache Vergrößerung
Sowohl in Abb. 5-11 wie auch in Abb. 5-12 ist die schützende Saccharoseschicht zu
erkennen. Aufgrund der schnellen Abkühlung kommt es nicht zur Kristallisation der
Stabilität von SLN/NLC 82
Saccharose - sie liegt amorph vor und schützt die Partikel vor Aggregation. Beim
Vergleich von Abb. 5-11 und Abb. 5-12 wird deutlich, dass trotz gleicher Vergrößerung die
saccharoseüberzogenen Partikel der NLC-Formulierung größer sind, als die der SLN. Wie
in Abb. 8-6 (Anhang) anhand der Partikelgrößen nach der Redispergierung deutlich wird,
kommt es bei den NLC zu einer stärkeren Agglomeration der Partikel.
In Abb. 5-13 ist die TEM-Aufnahme einer gefriergetrockneten Dynasan 118 NLC-
Formulierung ohne Saccharose dargestellt. Auch hier wird eine gestapelte Struktur der
Fettpartikel sichtbar.
Abb. 5-13: gefriergetrocknete Dynasan 118 NLC ohne Saccharose unverdünnt, 2500fache Vergrößerung
Für die Ermittlung der Kristallstruktur werden DSC-Messungen durchgeführt. Ziel ist es,
Veränderungen der SLN/NLC während der Sprüh- und Gefriertrocknung als Auslöser für
Partikelgrößenänderungen auszuschließen. Es werden daher die Schmelzpunkte der
sprüh- und gefriergetrockneten Formulierungen sowie der redispergierten Proben bei
Heizraten von 5 K/min im Vergleich zu den Ausgangsformulierungen gemessen. Abb. 5-14
zeigt das Ergebnis der DSC-Messungen einer Dynasan 118 SLN Formulierung mit 0,03 %
ß-Carotin und Saccharosezusatz, welche sowohl sprüh- als auch gefriergetrocknet wurde.
Stabilität von SLN/NLC 83
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
Dyn 118 SLN, Formulierung
Dyn 118 SLN, gefriergetrocknet
Dyn 118 SLN, sprühgetrocknet, redispergiert
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
Dyn 118 SLN, Formulierung
Dyn 118 SLN, gefriergetrocknet
Dyn 118 SLN, sprühgetrocknet, redispergiert
Abb. 5-14: Schmelztemperaturen von Dynasan 118 Formulierung, gefriergetrockneter Probe und redispergierter sprühgetrockneter Probe
Mit einer Peaktemperatur von 70,2 °C hat die Formul ierung den niedrigsten Schmelzpunkt
der in Abb. 5-14 dargestellten Messungen. Dieser liegt aufgrund der kolloidalen
Partikelgröße unter dem für die ß-Form in der Literatur angegebenen Schmelzpunkt von
73-73,5 °C. Es ist jedoch bekannt, dass mit kleiner werdenden Partikeln der
Schmelzpunkt sinkt (Vergleich Kapitel 2.1.5). Der Partikeldurchmesser (z-Average(PCS))
der Formulierung beträgt 270 nm. Der Schmelzpunkt der sprühgetrockneten
redispergierten Dynasan 118 Formulierung beträgt 70,6 °C und liegt damit etwas über
dem Wert der Ausgangsformulierung, was auf die gestiegene Partikelgröße von 350 nm
zurückgeführt werden kann. Die gefriergetrocknete Probe weist mit 72 °C den höchsten
Schmelzpunkt auf und kommt dem Literaturwert damit am nächsten. Wird die Probe
redispergiert, sinkt auch hier aufgrund der Partikelgröße der Schmelzpunkt.
Dynasan 118 NLC zeigen die gleichen Einflüsse auf den Schmelzpunkt. Während der
Schmelzpunkt der gefriergetrockneten NLC-Formulierung bei 71,7-72,5 liegt, zeigen die
redispergierten NLC Partikel Schmelzpunkte von 70,1-70,6 °C. Auch für Dynasan 114
SLN ist der Einfluss der Partikelgröße auf die Schmelztemperatur der ß-Form zu
erkennen (siehe Abb. 5-15).
Stabilität von SLN/NLC 84
46 48 50 52 54 56 58 60 62Temperatur /°C
-4
-3
-2
-1
0
DSC /(mW/mg)
Peak: 58.5 °C
Peak: 57.0 °C
Peak: 56.3 °C
Peak: 53.5 °C
Peak: 56.3 °C↑ exo
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
Dyn 114 SLN
in Formulierung
gefriergetrocknet (1:10 ohne Zucker)
gefriergetrocknet (1:10 mit Zucker)
gefriergetrocknet (unverdünnt)
redispergiert (unverdünnt getrocknet)
46 48 50 52 54 56 58 60 62Temperatur /°C
-4
-3
-2
-1
0
DSC /(mW/mg)
Peak: 58.5 °C
Peak: 57.0 °C
Peak: 56.3 °C
Peak: 53.5 °C
Peak: 56.3 °C↑ exo
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
46 48 50 52 54 56 58 60 62Temperatur /°C
-4
-3
-2
-1
0
DSC /(mW/mg)
Peak: 58.5 °C
Peak: 57.0 °C
Peak: 56.3 °C
Peak: 53.5 °C
Peak: 56.3 °C↑ exo
Temperatur [°C]
Wär
mes
trom
[mW
/mg]
hh exo
d
Dyn 114 SLN
in Formulierung
gefriergetrocknet (1:10 ohne Zucker)
gefriergetrocknet (1:10 mit Zucker)
gefriergetrocknet (unverdünnt)
redispergiert (unverdünnt getrocknet)
Abb. 5-15: Schmelzkurven von Dyn 114 SLN in Formulierung, gefriergetrocknet und redispergiert
Wie in Abb. 5-15 dargestellt und in Analogie zu den Ergebnissen von Dynasan 118 SLN,
weist die Dynasan 114 Formulierung (z-Average (PCS)=178 nm) den niedrigsten
Schmelzpunkt mit 53,4-53,9 °C auf. Die gefriergetro cknete Formulierung ohne Verdün-
nung zeigt mit einem Schmelzpunkt von 58,5 °C die g rößte Annäherung an die
Literaturwerte (56,0-58,5 °C) und damit die größte Partikelaggregation. Wird diese Probe
allerdings redispergiert, liegen die Partikel feiner verteilt vor - der Schmelzpunkt fällt auf
65,3 °C. Die Formulierung, welche für die Gefriertr ocknung mit Wasser 1:10 verdünnt
wird, ist weniger aggregiert, was sich auch im Schmelzpunkt widerspiegelt. Dieser beträgt
57 °C. Wird die Verdünnung mit Saccharoselösung dur chgeführt, beträgt die Schmelz-
temperatur sogar nur 56,3 °C.
Die Messung der Schmelztemperaturen mittels DSC zeigt keine Änderung der
Kristallform während Sprüh- und Gefriertrocknung. Sie ist darüber hinaus geeignet, um
Informationen über die Partikelgrößen und den Grad der Aggregierung der
Formulierungen zu erhalten.
ß-Carotinstabilität 85
6 ß-Carotinstabilität
Die Stabilität von ß-Carotin wird durch Hitze, Licht und Sauerstoff beeinflusst (Vergleich
Kapitel 2.2.2). Die folgenden Untersuchungen geben Aufschluss über die Stabilität von
ß-Carotin in SLN und NLC in Abhängigkeit der oben genannten Parameter sowie der
Partikelform, im Vergleich zu Emulsionen.
6.1 Umwandlung während der Herstellung
Die temperaturbedingte Umwandlung von all-trans-ß-Carotin in seine cis-Isomere ist in
Kapitel 2.2.1 beschrieben. Da bei der Herstellung der Formulierungen Temperaturen
oberhalb 70 °C zum Schmelzen der Fette und Lösen de s ß-Carotins angewendet werden,
kommt es hierbei zur Isomerisierung. Abb. 6-1 zeigt den Vergleich der Extinktionsspektren
des eingesetzten ß-Carotins in n-Hexan mit den Spektren des aus den Formulierungen
extrahierten ß-Carotins.
300 350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
PGMS NLC 85°CD116 NLC 85°CM812 85°CM812 150°C 15sec
300 350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
ß-Carotin (Fluka)
Lucarotin 10 SUN
300 350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
PGMS NLC 85°CD116 NLC 85°CM812 85°CM812 150°C 15sec
300 350 400 450 500 550 600Wellenlänge [nm]
Ext
inkt
ion
ß-Carotin (Fluka)
Lucarotin 10 SUN
Abb. 6-1: Vergleich der Spektren des ß-Carotins in Hexan vor (oben) und nach (unten) der Formulierung
ß-Carotinstabilität 86
Deutlich zu erkennen ist das Auftreten eines zusätzlichen Peaks nach dem
Herstellungsprozess im Bereich von 339-342 nm. Dies entspricht dem cis-Peak, welcher
sich laut Literatur bei 340 nm befindet (Vergleich Kapitel 2.2.2). Aufgrund der schwachen
Ausprägung ist davon auszugehen, dass es sich dabei hauptsächlich um das 9-cis-Isomer
des ß-Carotins handelt. Eine genaue Charakterisierung des cis-Isomers kann mittels
HPLC-Messungen erfolgen.
Die Entstehung von cis-Isomeren ist in geringem Umfang gewünscht, da dadurch die
Bioverfügbarkeit verbessert sein kann (Vergleich Kapitel 2.2.4) und die Löslichkeit des
ß-Carotins erhöht wird (Vergleich Kapitel 2.2.5). Da die Farbstärke der Formulierung
jedoch mit steigender Umwandlung nachlässt, ist eine kontrollierte Isomerisierung nötig.
Dies kann durch eine gezielte Temperaturführung ermöglicht werden und bedarf weiterer
Untersuchungen.
6.2 ß-Carotinstabilität in SLN/NLC
Für die Untersuchungen werden unverdünnte Formulierungen sowie 1:25 Verdünnungen
mit entionisiertem Wasser in 8 ml-Glasvials mit Schraubverschluss abgefüllt und fest
verschlossen. Für die Bestimmung der ß-Carotinkonzentration werden jeweils zwei Gläser
geöffnet und in Dreifachansatz untersucht. Die Extraktion des ß-Carotins aus den
verdünnten Formulierungen erfolgt dabei ohne zusätzliche Verdünnung der Probe. Trotz
dieser Vorgehensweise kommt es zu Schwankungen der Messergebnisse, die auf
eingeschlossene Luftblasen in den Vials zurückzuführen sind.
Die Formulierungen werden mit einer Konzentration von 0,03 g ß-Carotin pro 100 g
Formulierung (0,03 % (Masse)) für SLN und Emulsion bzw. 0,3 % Lucarotin für NLC und
Emulsion hergestellt. Der Abbau des ß-Carotins wird im Bezug auf die
Ausgangskonzentration als c/c0 dargestellt.
6.2.1 Vergleich von SLN, NLC und Emulsion
Der Schutz von inkorporierten Wertstoffen, als ein Vorteil von SLN/NLC, wurde anhand
von Triglycerid-Formulierungen untersucht. Abb. 6-2 zeigt dabei den Vergleich einer
Miglyol 812-Emulsion mit Dynasan 116 SLN und NLC.
Es ist zu erkennen, dass sowohl SLN als auch NLC nicht die Oxidationsstabilität
gewährleisten können wie sie in der Emulsion erreicht wird. Die Ursache dafür ist in der
plättchenförmigen Gestalt der Triglycerid-Partikel zu sehen, wie sie in verschiedenen
Untersuchungen beschrieben wurde (siehe Kapitel 2.1.4). Liegen SLN plättchenförmig
vor, kann der Wertstoff an die Oberfläche der Teilchen gedrückt werden und wird in Folge
dessen nicht im Inneren des Partikels vor äußeren Einflüssen geschützt.
ß-Carotinstabilität 87
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _
Mig 812 1:25 verdünntDyn 116 NLC 1:25 verdünntDyn 116 SLN 1:25 verdünnt
Lagerbedingungen:
• dunkel• Raumtemperatur
c/c 0
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _
Mig 812 1:25 verdünntDyn 116 NLC 1:25 verdünntDyn 116 SLN 1:25 verdünnt
Lagerbedingungen:
• dunkel• Raumtemperatur
c/c 0
Abb. 6-2: Vergleich der ß-Carotinstabilität von SLN, NLC und Emulsion
Unter den gewählten Versuchsbedingungen ist für SLN bereits nach einem Tag über die
Hälfte des ß-Carotins abgebaut. Emulsionen, welche als Tröpfchen eine kugelförmige
Gestalt aufweisen, sind hingegen in der Lage, ß-Carotin effektiver vor Abbaureaktionen zu
schützen. Auch nach 10 Tagen ist daher nahezu 50 % des ß-Carotins in der Verdünnung
erhalten. NLC, die durch den Anteil flüssigen Fettes eine Mischform von SLN und
Emulsionen darstellen, liegen auch was die Stabilität betrifft zwischen beiden
Formulierungen. Es ist daher naheliegend, dass auch die NLC in Form von Plättchen
vorliegen und das ß-Carotin in den Anteilen flüssigen Lipids geschützt wird. Dies legt die
„Nanospoon“-Struktur als Partikelform nahe (Vergleich Kapitel 2.1.4).
Dass SLN auch beim Einfluss von Sauerstoff und erhöhter Temperatur eine
schlechtere ß-Carotinstabilisierung im Vergleich zu Emulsionen zeigen, ist in Kapitel 6.2.2
(Abb. 6-3) und Kapitel 6.2.3 (Abb. 6-5) zu sehen. Im Vergleich der unverdünnten
Ausgangsformulierung (Abb. 6-3) ist die ß-Carotinstabilität in Emulsion und SLN jedoch
gleichwertig.
6.2.2 Einfluss von Sauerstoff
Der schnelle Abbau von ß-Carotin in einer SLN-Verdünnung ist bereits in Abb. 6-2 zu
erkennen. Abb. 6-3 zeigt den Abbau von ß-Carotin im Vergleich zur unverdünnten
Formulierung.
Für die Emulsion wie auch für SLN ist zu erkennen, dass die verdünnte Formulierung
deutlich schneller abgebaut wird als die unverdünnte. Dieser Effekt kann auf gelösten
Sauerstoff in Wasser zurückzuführen werden, dessen Verhältnis zu der Anzahl Partikel in
der Verdünnung deutlich größer ist als in der Formulierung und so verstärkt zu Oxidation
führt. Dabei zeigt auch hier die verdünnte SLN-Formulierung einen schnelleren ß-
Carotinabbau als die verdünnte Emulsion. Während nach 4 Tagen das ß-Carotin in der
SLN-Verdünnung nahezu vollständig oxidiert wurde, findet sich in der verdünnten
Emulsion noch über 50 % der eingesetzten Menge wieder.
ß-Carotinstabilität 88
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _
Dyn 116 SLN unverdünntDyn 116 SLN 1:25 verdünntMig 812 unverdünntMig 812 1:25 verdünnt
Lagerbedingungen:
• dunkel
• Raumtemperatur
c/c 0
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _
Dyn 116 SLN unverdünntDyn 116 SLN 1:25 verdünntMig 812 unverdünntMig 812 1:25 verdünnt
Lagerbedingungen:
• dunkel
• Raumtemperatur
c/c 0
Abb. 6-3: Einfluss von Sauerstoff auf die Stabilität von SLN und Emulsion
Anders verhält es sich in unverdünnten Formulierungen. Durch den, im Vergleich zur
Verdünnung, niedrigeren Sauerstoffgehalt kommt es hier deutlich weniger zu
Oxidationsprozessen. Der ß-Carotinanteil ist nach 16 Tagen auf ungefähr 80 % der
eingesetzten Menge gesunken, sowohl für SLN als auch für die Emulsion. Die Stabilität in
unverdünnten Formulierungen wird also weniger stark von der Formulierungsart und
Partikelform beeinflusst. Diese Ergebnisse gelten allerdings nur für verschlossene
Behälter, bei denen kein zusätzlicher Sauerstoffeintrag stattfindet. Proben, die
verschlossen gelagert werden, zeigen auch nach Jahren keine Entfärbung (Daten nicht
gezeigt).
Werden die Formulierungen mit zusätzlichen Antioxidantien hergestellt, verzögert sich
die Oxidation des ß-Carotins (Vergleich Kapitel 2.2.2). Abb. 6-4 zeigt die Ergebnisse zur
Langzeitstabilität von PGHMS NLC (0,045 % ß-Carotin), welche mit 0,004 % (Masse)
α-Tocopherol hergestellt werden.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15 20 25 30
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 __
1:33 verdünntmit Tocopherolohne Tocopherolin Formulierungmit Tocopherolohne Tocopherol
ö
c/c 0
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15 20 25 30
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 __
1:33 verdünntmit Tocopherolohne Tocopherolin Formulierungmit Tocopherolohne Tocopherol
ö
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15 20 25 30
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 __
1:33 verdünntmit Tocopherolohne Tocopherolin Formulierungmit Tocopherolohne Tocopherol
ö
c/c 0
Abb. 6-4: Einfluss von α-Tocopherol auf die ß-Carotinstabilität von Aldo PGHMS NLC (0,045 % ß-Carotin) in Formulierung und Verdünnung (1:33)
ß-Carotinstabilität 89
Während die Formulierung mit α-Tocopherol auch nach über 20 Tagen noch mehr als
80 % des eingesetzten ß-Carotins enthält, liegt der ß-Carotingehalt bei der Formulierung
ohne α-Tocopherol bei unter 40 % der Ausgangsmenge. Auch hier wird der Einfluss des
gelösten Sauerstoffs in der Verdünnung deutlich, welche unabhängig vom
α-Tocopherolgehalt einen schnelleren Abbau zeigt. Im Vergleich der beiden
Verdünnungen weist die Probe mit α-Tocopherol jedoch eine deutlich höhere Stabilität
gegen Oxidation auf.
6.2.3 Einfluss der Lagertemperatur
Eine hohe Lagertemperatur begünstigt die Oxidation von ß-Carotin (siehe Kapitel 2.2.2.).
Abb. 6-5 zeigt die ß-Carotinstabilität von verdünnten Dynasan116 SLN in Abhängigkeit der
Lagertemperatur im Vergleich zu einer Emulsion.
d
Lagerbedingungen:
• dunkel• 1:25 verdünnt
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _ Dyn 116 SLN RT
Dyn 116 SLN 8 °CMig 812 RTMig 812 8 °C
c/c 0
d
Lagerbedingungen:
• dunkel• 1:25 verdünnt
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _ Dyn 116 SLN RT
Dyn 116 SLN 8 °CMig 812 RTMig 812 8 °C
c/c 0
Abb. 6-5: ß-Carotinstabilität verdünnter Formulierungen dunkel gelagert, Einfluss des Lipids und der Lagertemperatur
Es wird für beide Formulierungen deutlich, dass die Stabilität mit niedriger
Lagertemperatur steigt. Bei Raumtemperatur gelagerte SLN zeigen dabei einen um 20 %
größeren Abbau als Proben, die im Kühlschrank gelagert wurden. Der Vergleich mit der
Emulsion zeigt hier deutlich die bessere Stabilisierung in Fetttröpfchen als in Triglycerid-
Plättchen. Selbst die bei Raumtemperatur gelagerte Emulsion weist einen besseren
Schutz des ß-Carotins auf als die SLN-Probe im Kühlschrank (4-8 °C). Bei der Emulsion
ist der Einfluss der Lagertemperatur weniger stark ausgeprägt als bei der SLN-
Formulierung. Die Differenz liegt nach 4 Tagen bei ungefähr 10 %.
6.2.4 Einfluss von Licht
Wie in Kapitel 2.2.2 beschrieben, kommt es unter Einwirkung von Licht zu einer
beschleunigten Oxidation von ß-Carotin. Der Einfluss des Lichtes (Kunstlicht 24 h/Tag) auf
ß-Carotinstabilität 90
die Oxidationsgeschwindigkeit der hergestellten Formulierungen ist in Abb. 6-6 am
Beispiel von verdünnten Aldo PGHMS NLC dargestellt.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _ PGMS NLC 500/1 Licht
PGMS NLC 500/1 dunkelPGMS NLC 500/5 Licht
PGMS NLC 500/5 dunkel
Lagerbedingungen: • 1:25 verdünnt
• Raumtemperatur
g
c/c 0
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _ PGMS NLC 500/1 Licht
PGMS NLC 500/1 dunkelPGMS NLC 500/5 Licht
PGMS NLC 500/5 dunkel
Lagerbedingungen: • 1:25 verdünnt
• Raumtemperatur
g
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 5 10 15
Zeit [d]
ß-C
arot
inko
nzen
trat
ion
C/C
0 _ PGMS NLC 500/1 Licht
PGMS NLC 500/1 dunkelPGMS NLC 500/5 Licht
PGMS NLC 500/5 dunkel
Lagerbedingungen: • 1:25 verdünnt
• Raumtemperatur
g
c/c 0
Abb. 6-6: ß-Carotinstabilität von PGHMS NLC in Abhängigkeit der Herstellungsparameter
Wie erwartet zeigen Proben, die unter Lichtausschluss gelagert werden eine bessere
ß-Carotinstabilität als Proben, welche Licht ausgesetzt sind. Ein nahezu vollständiger
Abbau des ß-Carotins findet unter beiden Lagerbedingungen statt, allerdings ist er unter
Lichteinfluss deutlich beschleunigt. Während dunkel gelagerte Proben nach 2 Tagen noch
über 90 % ß-Carotin aufweisen, ist bei den in Licht gelagerten Formulierungen ein
Nachweis von ß-Carotin zu diesem Zeitpunkt schon nicht mehr möglich. Es ist daher
nötig, die ß-Carotin-enthaltenden Formulierungen in dunklen Flaschen oder unter völligem
Lichtabschluss zu lagern.
6.2.5 Einfluss der Zyklenzahl
Der Einfluss der Herstellungsparameter wird aufgrund unterschiedlicher Partikelformen
untersucht, welche durch Cryo-TEM-Aufnahmen in Abhängigkeit von Homogenisierdruck
und -dauer nachgewiesen werden konnten. Wie in Kapitel 4.4 beschrieben, konnten unter
kleinerem Energieeintrag vereinzelt NLC-Partikel im core-shell-Modell nachgewiesen
werden, während große Energieeinträge zu plättchenförmigen Partikeln führen. Für die
Untersuchung werden Aldo PGHMS NLC hergestellt, welche bei 500 bar in 1 Zyklus
(500/1) bzw. 5 Zyklen (500/5) hochdruckhomogenisiert werden. Die Untersuchungen,
welche in Abb. 6-6 dargestellt sind, zeigen keinen Einfluss der Zyklenzahl bei der
Hochdruckhomogenisierung auf die ß-Carotinstabilität. Es ist davon auszugehen, dass
auch bei niedrigem Energieeintrag der Großteil der Partikel plättchenförmig vorliegt und
daher keine verbesserte Stabilität aufweist.
Dabei ist bei den durchgeführten Untersuchungen auch kein Einfluss des
verwendeten Fettes für die Herstellung von SLN bzw. NLC zu erkennen. Wie aus dem
Vergleich von Abb. 6-2 mit Abb. 6-6 hervorgeht, wird ß-Carotin in verdünnten
ß-Carotinstabilität 91
Dynasan 116 NLC und verdünnten PGHMS NLC gleichschnell abgebaut. Beide zeigen
nach 5 Tagen eine Reduzierung des ß-Carotinanteils um ungefähr 60 % und nach
11 Tagen um mehr als 90 %. Daraus kann abgeleitet werden, dass sowohl Triglycerid
SLN/NLC als auch PGHMS SLN/NLC überwiegend plättchenförmig in den Dispersionen
vorliegen und daher nicht in der Lage sind, ß-Carotin in dem Maße zu schützen, wie es in
Emulsionströpfchen gegeben ist.
Anwendungsmöglichkeiten von SLN/NLC in Getränken 92
7 Anwendungsmöglichkeiten von SLN/NLC in Getränken
Um die Möglichkeit der Anwendung von ß-Carotinbeladenen SLN und NLC in Getränken
zu untersuchen, werden verschiedene Ausmischungen in Getränken hergestellt. Proben,
die für die Ermittlung der Partikelgröße regelmäßig geöffnet werden, zeigen dabei eine
deutlich schnellere Entfärbung als solche, die geschlossen bleiben. Auch der Einschluss
einer Luftblase, die sich beim Anbringen des Deckels kaum vermeiden lässt, zeigt
beeinflusst die Abbaugeschwindigkeit des ß-Carotins.
7.1 Lagerversuche in Getränken
In einem ersten Lagerversuch werden NLC Formulierungen in fertige Getränke
ausgemischt. Die Getränke enthalten, bis auf das isotonische Getränk (Iso), Kohlensäure.
Abb. 7-1 zeigt die Ergebnisse der Partikelgrößenmessung (PCS) von Dynasan 116 NLC,
Aldo PGHMS NLC und Miglyol 812. Die Formulierungen werden bei 500 bar in 5 Zyklen
hergestellt. Nur PGHMS NLC 1 wird analog der Herstellung für die Bestimmung der ß-
Carotinstabilität (Vergleich Kapitel 6.2.5) mit 500 bar und einem Zyklus hergestellt.
0
200
400
600
800
Dyn 116 NLC PGHMS NLC 1 PGHMS NLC 2 Mig 812 Emulsion
z-A
vera
ge
(P
CS
) [n
m] _
Formulierungin Wasserin Isoin Zitro
df
0
200
400
600
800
Dyn 116 NLC PGHMS NLC 1 PGHMS NLC 2 Mig 812 Emulsion
z-A
vera
ge
(P
CS
) [n
m] _
Formulierungin Wasserin Isoin Zitro
df
Abb. 7-1: Partikelgröße von NLC Formulierungen im Vergleich zu einer Emulsion in Getränken
Es wird deutlich, dass sowohl Dynasan 116 NLC als auch die Emulsion (Mig 812) eine
deutlich geringere Zunahme der Partikelgröße zeigen als PGHMS NLC. Dabei ist nicht
auszuschließen, dass PGHMS bereits durch die Verdünnung zu Aggregation neigen, wie
es auch in den Versuchen zur Gefriertrocknung deutlich wurde (Vergleich Kapitel 5.2.2).
Um eine Verfälschung der Messwerte durch Luftblasen, verursacht durch die
enthaltene Kohlensäure, auszuschließen, werden Versuche in Sprite durchgeführt. Dieser
wird vor der Ausmischung der Formulierungen die Kohlensäure durch Schütteln entzogen.
Abb. 7-2 zeigt die durchschnittlichen Partikeldurchmesser (PCS) in Abhängigkeit der
Formulierung und der Lagerdauer.
Anwendungsmöglichkeiten von SLN/NLC in Getränken 93
0
200
400
600
800
1000
Mig 812 Dyn 116 SLN Dyn 116 NLC PGMS SLN PGMS NLC
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
Formulierung in Sprite Tag 0in Sprite Tag 7in Sprite Tag 14
s
0
200
400
600
800
1000
Mig 812 Dyn 116 SLN Dyn 116 NLC PGMS SLN PGMS NLC
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
] _
Formulierung in Sprite Tag 0in Sprite Tag 7in Sprite Tag 14
s
Abb. 7-2: Partikelgröße von Emulsion, SLN und NLC in Sprite
Es wird in Abb. 7-2 deutlich, dass wiederum die PGMS-Formulierung eine sofortige
Zunahme der Partikelgröße durch Aggregation der Partikel zeigt. Die Partikelgröße von
Emulsion, Dyn 116 SLN und NLC bleibt über den Untersuchungszeitraum konstant. Es ist
im Vergleich der Proben von Emulsion und Dynasan 116 eine deutlich schnellere
Entfärbung für Dynasan 116 zu beobachten, welche den in Kapitel 6.2.1 ausgewerteten
Untersuchungen entspricht.
Trotz konstanter Partikelgröße wurde durch die Firma Sensient Food Colors, welche
die Versuche mit Sprite in ihrem Labor ebenso durchführte, für alle Formulierungen eine
Ringbildung beobachtet, was auf eine unzureichende Stabilisierung der Formulierungen
trotz konstanter Partikelgröße schließen lässt.
Zusammenfassung und Schlussfolgerungen 94
8 Zusammenfassung und Schlussfolgerungen
Die Ergebnisse der Untersuchungen von festen Fettpartikeln (Solid Lipid Nanoparticles -
SLN) und nanostrukturierten Lipidcarriern (Nanostructured Lipid Carriers - NLC) zur
Formulierung von ß-Carotin sind im Folgenden aufgeführt. Die Technologie des
Schmelzemulgierens sollte hinsichtlich der Eignung für den Einsatz in Lebensmitteln (vor
allem Getränken) untersucht werden.
Es zeigt sich, dass die Herstellung der ß-Carotin-beladenen Fettpartikel mit
lebensmittelrechtlich zugelassenen Lipiden und Emulgatoren möglich ist. Aufgrund ihrer
geringen Partikeldurchmesser von < 500 nm ist ein Einsatz als kolloidale Formulierung in
wässrigen Systemen ohne Aufrahmen und Sedimentation prinzipiell möglich. Für die
Bestimmung der Partikelgröße wurde die Laserdiffraktometrie sowie die
Photonenkorrelationsspektroskopie verwendet.
Die mittels Hochdruckhomogenisation erzielbare Partikelgröße hängt stark vom
verwendeten Emulgatorgehalt (Tween 80) ab. Bei niedrigen Emulgatorkonzentrationen
wird die erzielbare Teilchengröße durch die Stabilisierung der Emulgatormoleküle
bestimmt. Druck und Zyklenzahl sind dabei von untergeordneter Bedeutung. Ist der
Emulgator jedoch im Überschuss vorhanden, sind Druck und Zyklenzahl die
entscheidenden Einflussfaktoren auf die Partikelgröße.
Es kann ebenfalls gezeigt werden, dass Tween 80 in der Lage ist, die durch die
Kristallisation der Fette steigende Partikeloberfläche ausreichend schnell zu stabilisieren.
Nur bei Formulierungen mit zu niedriger Emulgatorkonzentration kommt es beim Abkühlen
der Probe zu einer spontanen Gelierung .
Da aufgrund seines bitteren Geschmacks eine Minimierung des Einsatzes von
Tween 80 anzustreben ist, sollte die gewünschte Partikelgröße vorher festgelegt werden,
um den Emulgatorgehalt gezielt reduzieren zu können. Zusätzlich sind Untersuchungen
zur stabilitätserhöhenden Wirkung von Emulgatormischungen sinnvoll, um den Einsatz
von Tween 80 weiter zu reduzieren und die Kristallisation der Fette in der α-Form zu
begünstigen.
Durch eine Erhöhung der Herstellungstemperatur kann die Partikelgröße durch die
sinkende Viskosität der dispersen Phase zusätzlich reduziert werden. Limitiert wird dies
von der Temperaturerhöhung im Homogenisator, wodurch für Temperaturen über 85 °C
keine konstanten Ergebnisse mehr erzielt werden können. Auch auf das ß-Carotin haben
hohe Temperaturen einen negativen Einfluss, da sie eine verstärkte cis-trans-
Isomerisierung auslösen. Diese ist in geringem Ausmaß erwünscht, weil sich dadurch
die Beladungskapazität der Partikel erhöhen lässt und die Bioverfügbarkeit des ß-Carotins
verbessert sein kann. Jedoch verschlechtern sich die koloristischen Eigenschaften der
Formulierung.
Zusammenfassung und Schlussfolgerungen 95
Mehr noch als die Temperatur, wirkt sich die Fettsäurekettenlänge des verwendeten
Triglycerids auf die erzielbare Partikelgröße aus. Diese sinkt dabei mit abnehmender
Kettenlänge. Ein Unterschied hinsichtlich der Partikelgröße von SLN, NLC und Emulsion
kann nicht festgestellt werden. Insbesondere die mit Triglyceriden hergestellten SLN/NLC-
Formulierungen zeigen Ergebnisse, die zum Teil unter 150 nm liegen. Formulierungen mit
PGHMS weisen mit Partikeldurchmessern um 300 nm eine etwas größere Partikelgröße
auf. Jedoch kann durch die Zusammensetzung des Fettes aus Mono- und Diglyceriden
die Emulgatorkonzentration auf 1% gesenkt werden.
Langzeitversuche zum Einfluss der Lagertemperatur auf die hergestellten
Formulierungen zeigen, dass bei Lagerung im Kühlschrank (4-8 °C) auch nach über
einem Jahr konstante Partikelgrößen möglich sind. Dabei werden Unterschiede in
Abhängigkeit der verwendeten Fette festgestellt. Während Triglycerid-Formulierungen
keinen Einfluss der Lagertemperatur zeigen, gelierten PGHMS-Formulierungen bei
Raumtemperatur deutlich schneller.
Bei den Triglycerid-Formulierungen kommt es in Abhängigkeit der Oberflächenstruktur
der verwendeten Vials zur Anhaftung von Fettpartikeln. Weiterführende Untersuchungen
sollten hinsichtlich geeigneter Behälter für die Lagerung sowie einer Alternative der in der
pharmazeutischen Forschung eingesetzten Silikonisierung der Probenbehälter stattfinden.
Untersuchungen der molekularen Struktur von ß-Carotin in SLN und NLC durch
photospektrometrische Messungen deuten auf eine molekulare Lösung des ß-Carotins
hin. Die ermittelte Rechtsverschiebung der Extinktionsspektren um 10 nm kann durch den
Lösungsmitteleffekt des Emulgators bzw. Wassers erklärt werden. Jedoch sind in den
Formulierungen kristalline Anteile enthalten, welche in den photometrischen Messungen
nicht erfasst werden. Diese können bei Herstellung mit ß-Carotinüberschuss durch ihre
rote Farbe und Sedimentation in den Proben detektiert werden.
Diese Beobachtung dient der Ermittlung der Beladungskapazität der Formulierungen
durch Zentrifugation. Es zeigt sich, dass die Beladung mit steigender Temperatur und
abnehmender FS-Kettenlänge der Fette erhöht werden kann. Ein Vergleich mit der
Emulsion ist jedoch nicht möglich, da sich diese bei der Zentrifugation entmischt, was die
Stabilität der SLN/NLC zusätzlich deutlich macht.
Die Stabilität des ß-Carotins wurde in Abhängigkeit von Fettpartikelkonzentration,
Lichteinfluss, Temperatur und Art der Formulierung untersucht. Der Abbau von ß-Carotin
ist sowohl in Formulierung wie auch in Verdünnung verzögert, wenn die Formulierungen
mit Tocopherolzusatz hergestellt werden. Der Einfluss von Licht, erhöhter Temperatur und
Sauerstoff beschleunigt die Oxidation in allen untersuchten Formulierungen deutlich. Ein
verbesserter Schutz des ß-Carotins in SLN und NLC im Vergleich zu Emulsionen kann
nicht festgestellt werden. Der Abbau des ß-Carotins in SLN ist sogar deutlich größer.
Zusammenfassung und Schlussfolgerungen 96
Zurückführen lässt sich dies auf eine plättchenförmige Struktur der Triglycerid-SLN,
welche infolge der ß-Kristallstruktur des Fettes auftritt. Dadurch werden große Teile des ß-
Carotins an die Partikeloberfläche gedrückt, wo sie dem Angriff von Sauerstoff verstärkt
ausgesetzt sind.
Da NLC-Formulierungen flüssiges Lipid enthalten, ist die Stabilität im Vergleich zu
SLN, welche ausschließlich aus festem Fett bestehen, verbessert. Ein diesbezüglicher
Unterschied zwischen Triglycerid NLC und PGHMS NLC wird nicht festgestellt, was für
beide Fette eine plättchenförmige Struktur vermuten lässt.
Elektronenmikroskopische Untersuchungen deuten auf die Möglichkeit hin, PGHMS
NLC in Form des core-shell-Modells herzustellen. In den untersuchten Formulierungen
begünstigen die Herstellungsbedingungen dieses Modell jedoch nicht. Weiterführende
Untersuchungen hinsichtlich der Partikelstruktur von PGHMS-Formulierungen und die
Herstellung mit anderen Fetten und Fettmischungen können die Möglichkeit bieten,
Einfluss auf die Partikelform zu nehmen und damit den Schutz des inkorporierten
Wertstoffes deutlich zu verbessern.
Die Untersuchung der Eignung der Formulierungen zur Sprüh- und
Gefriertrocknung ergab, dass die Sprühtrocknung aufgrund der hohen Temperaturen nur
für Fette geeignet ist, die einen hohen Schmelzpunkt aufweisen. Bereits für Dynasan
116 SLN kommt es zu einer deutlichen Zunahme der Partikelgröße. Die nötige
Verdünnung und eine schlechte Ausbeute durch Verluste kleiner Partikel über die Abluft
und Anhaftungen an der Glasapparatur des Sprühtrockners machen die Methode zudem
unwirtschaftlich. Mit dem Zusatz von Saccharose als Cryoprotektor und einer Verdünnung
der Formulierung vor dem Versprühen kann jedoch eine gute Redispergierbarkeit der
Dynasan 118 Formulierungen erzielt werden.
Bessere Ergebnisse werden mit der Gefriertrocknung erzielt, die auch für Fette mit
niedrigen Schmelzpunkten eine gute Eignung aufweist. Auch hier können die Ergebnisse
der Redispergierung durch Saccharosezusatz und Verdünnung der Formulierung deutlich
verbessert werden. Eine Ermittlung der Schmelzpunkte mithilfe von DSC-Messungen
zeigt, dass es zu keiner Umwandlung der Kristallstruktur während der Sprüh- und
Gefriertrocknung kommt. Zusätzlich kann gezeigt werden, dass die DSC-Messung eine
nützliche Methode ist, um Aggregate und größere Partikeldurchmesser festzustellen, da
es mit abnehmender Größe der Partikel zu einem Absinken des Schmelzpunktes kommt.
Die Untersuchungen der Ausmischung von Emulsion sowie SLN/NLC in Getränke
zeigen eine sofortige Koagulierung der Propylenglycolmonostearat-Formulierungen. Diese
sind für den Einsatz in Getränken nicht geeignet. Obwohl die Partikelgröße von Emulsion
und Dynasan 116 in den untersuchten Getränkeausmischungen konstant bleibt, wurde
Zusammenfassung und Schlussfolgerungen 97
durch die Firma Sensient Food Colors eine Ringbildung bei allen getesteten
Formulierungen festgestellt.
Weiterer Forschungsbedarf besteht hinsichtlich einer geeigneten Fett-, Emulgator-
bzw. Stabilisatormischung, welche durch eine kugelförmige Gestalt eine mindestens
gleichwertige Stabilität des inkorporierten Wertstoffes im Vergleich zu Emulsionen
gewährleistet. Da die Zentrifugenversuche eine bessere Stabilität der SLN/NLC gegen ein
Brechen der Dispersion zeigen, sind Vorteile bei der Anwendung in Lebensmitteln
denkbar.
Studien des Bundesinstituts für Risikobewertung (BfR) kommen zu dem Ergebnis,
dass die Einstellung zur Nanotechnologie in der Bevölkerung insgesamt positiv ist. Die
Akzeptanz ist jedoch geringer, wenn Nanoprodukte mit dem Körper in Berührung kommen
(Textilien, Kosmetika, Lebensmittel). Der überwiegende Teil der Befragten (66 %) schätzt
das Risiko der Nanotechnologie geringer ein als ihren Nutzen. [ZIMMER et al. 2008a]
Auch die Medienberichterstattung ist überwiegend positiv (70,4 %). Eine kritische
öffentliche Debatte wie bei der modernen Biotechnologie scheint nur dann möglich, wenn
akute Schäden größeren Ausmaßes auftreten. [ZIMMER et al. 2008b]
Einen Überblick der toxikologischen Untersuchungen von SLN und NLC geben
PARDEIKE et al. (2009). Sie kommen zu dem Schluss, dass das toxikologische Risiko
durch die Verwendung biologisch abbaubarer Stoffe gering ist. Im Vergleich mit anderen
Formulierungstechnologien, die ebenfalls Emulgatoren und teilweise den Einsatz
organischer Lösungsmittel benötigen, zeigen SLN und NLC eine gute Verträglichkeit und
können als „nanosafe“ bezeichnet werden.
Anhang 98
Anhang
A.1 Einfluss des komplexen Brechungsindex auf die
Partikelgrößenanalyse
Um aus den Beugungsmustern der Laserdiffraktometer-Messung die Partikelgrößen-
verteilung auf Grundlage der Mie-Theorie berechnen zu können, müssen die komplexen
Brechungsindizes der kontinuierlichen sowie der dispersen Phase bekannt sein. Abb. 8-1
zeigt den Einfluss des Fettes, des ß-Carotingehaltes sowie der Wellenlänge auf den
Brechungsindex n bei 20 °C. Dabei wird deutlich, da ss mit zunehmender Kettenlänge der
Fettsäure der Brechungsindex steigt. ß-Carotin-beladene Formulierungen zeigen, mit
Ausnahme von PGHMS, ebenfalls eine Zunahme des Brechungsindex.
Ein zusätzliches Problem bei der genauen Angabe des Brechungsindex in der
Auswertungssoftware ist durch die Tatsache gegeben, dass der Brechungsindex stark
temperaturabhängig ist. Während der Messung kommt es jedoch, je nach gewähltem
Messprogramm, zu einer Temperaturerhöhung von 5-10 Kelvin, welche das Ergebnis
zusätzlich verfälscht.
1,44
1,46
1,48
1,5
1,52
1,54
0 % ß-Carotin 0,03 % ß-Carotin 0 % ß-Carotin 0,03 % ß-Carotin
450 nm 900 nm
Bre
chu
ng
sin
de
x
Triglycerid-ÖlTripalmitinPGHMS
Abb. 8-1: Einfluss von Wellenlänge, Fettart und ß-Carotin auf den Brechungsindex von SLN/NLC-Formulierungen bei 20 °C
Auch die Wellenlänge, bei der die Messung durchgeführt wird, wirkt sich auf den
Brechungsindex aus. Dieser nimmt bei zunehmender Wellenlänge ab. Das ist vor allem
von Bedeutung, da die Beugung des Lichtes durch die Verwendung der PIDS-Technologie
neben der Wellenlänge von 750 nm auch bei 450, 600 und 900 nm gemessen wird. Das
beeinflusst ebenfalls den Imaginärteil k des komplexen Brechungsindex, welcher anhand
Anhang 99
der verdünnten Formulierung, bei einer Konzentration wie sie auch im Laserdiffraktometer
vorliegt, photometrisch bestimmt wird (Vergleich Kapitel 2.1.4). Da das
Laserdiffraktometer in der Lage ist, in einem definierten Trübungsbereich zu messen,
kann diese Konzentration von Messung zu Messung schwanken. Dies spiegelt sich auch
in den Messergebnissen der Extinktion (Daten nicht gezeigt) und den daraus berechneten
Imaginärteilen wieder. Diese sind in Tab. 8-1 in Abhängigkeit der Wellenlänge, des Fettes
und der ß-Carotinbeladung aufgeführt. Wie zu erwarten, liegen die Maxima der
Imaginärteile bei 450 nm, dem Absorptionsmaximum von ß-Carotin. Jedoch zeigen auch
die Formulierungen ohne ß-Carotin eine indirekte Abhängigkeit von der Wellenlänge.
Tab. 8-1: Experimentell ermittelte Imaginärteile k des Brechungsindex in Abhängigkeit der Wellenlänge und der ß-Carotinbeladung
450 nm 600 nm 750 nm 900 nm
M812 (Emulsion) ohne ß-Carotin 1,7 1,12 0,83 0,65
mit ß-Carotin 1,4 0,9 0,65 0,55
D116 SLN ohne ß-Carotin 0,62 - 0,89 0,41 - 0,54 0,34 - 0,39 0,22 - 0,31
mit ß-Carotin 0,84 - 1,1 0,31 - 0,64 0,23 - 0,64 0,09 - 0,4
PGHMS SLN ohne ß-Carotin 0,93 - 1,16 0,66 - 0,734 0,5 - 0,52 0,37 - 0,4
mit ß-Carotin 0,96 - 1,35 0,21 - 0,66 0,47 – 0,52 0,37 - 0,5
Da im Spektrophotometer die Transmission gemessen wird, setzt sich das als Extinktion
ausgegebene Ergebnis aus Absorption und Lichtstreuung zusammen. Die für die
Berechnung herangezogenen Gleichungen können Kapitel 2.1.4 entnommen werden.
Die Lichtstreuung tritt vor allem durch die partikuläre Gestalt der Formulierungen auf
und verfälscht die berechneten Imaginärteile. Die erhalten Werte liegen unabhängig von
der ß-Carotinkonzentration im Bereich von 0,6-1,7 bei einer Wellenlänge von 450 nm und
0,2-0,7 bei 900 nm. In Tab. 8-2 sind die, von Beckman Coulter im Handbuch zum LS 230,
angegebenen Größenordnungen der imaginären Brechungsindizes in Abhängigkeit des
zu untersuchenden Materials aufgeführt.
Probleme können sich ergeben, wenn anstatt einer tensidfreien Feststoffdispersion
Emulsionen, Liposomen oder Partikel vermessen werden, die mit einem Emulgator oder
Makromolekül stabilisiert werden. Eine Näherungsmethode zum Bestimmung des
komplexen Brechungsindex ist in MÜLLER, SCHUHMANN (1996) zu finden.
Anhang 100
Tab. 8-2: Überblick imaginärer Brechungsindizes in Abhängigkeit des zu untersuchenden Materials [MÜLLER, SCHUHMANN 1996]
Material Bereich für k
weiße oder transparente Pulver 0 - 0,1
klare Materialien < 0,001
Latex, Quarz, durchscheinende Materialien < 0,01
schwach gefärbte, durchscheinende Materialien 0,01 - 0,1
graue oder schwach pigmentierte Materialien, Metalloxide, stark gefärbte Materialien 0,1 - 1,0
schwarze oder stark pigmentierte Materialien, Kohle 1-10
Wird der Imaginärteil (Vergleich Kapitel 2.1.4) mit Hilfe des molaren
Extinktionskoeffizienten von ß-Carotin in Hexan (ε=139,1 l·mol-1·cm-1 [BRITTON et al.
2004]) berechnet, so werden die in Tab. 8-3 aufgeführten Werte erhalten. Es wird dabei
vorausgesetzt, dass die Absorption in Fett der Absorption in Hexan entspricht. Der
Lösungsmitteleffekt des Wassers und Emulgators wird vernachlässigt.
Tab. 8-3: Imaginärteil des Brechungsindex von ß-Carotin bei 450 nm in Abhängigkeit der Konzentration
ß-Carotinkonzentration in
der Formulierung [g/l] /
[mol/l]
k
0/0 0
0,1 / 1,86·10-4 0,93
0,35 / 6,52·10-4 3,24
1 / 1,86·10-3 9,28
Die Werte des imaginären Brechungsindex steigen mit steigender ß-Carotinkonzentration.
Da im Messgerät eine Verdünnung der Proben (4000 - 40000-fach) stattfindet, liegen die
für die Messung relevanten Werte deutlich niedriger.
Die berechneten Werte entsprechen reinem ß-Carotin. Da die Formulierungen ebenso
einen Fett- und Emulgatoranteil besitzen, sind die Imaginärteile der Formulierung höher
und die Ergebnisse folglich nur bedingt aussagekräftig. Eine Bestimmung des imaginären
Brechungsindex ist daher weder experimentell noch rechnerisch mit hinreichender
Genauigkeit möglich. Welchen Einfluss der komplexe Brechungsindex auf das
Messergebnis hat, ist in Abb. 8-2 zu sehen. Die Parameter der für die Berechnung der
Partikelgrößenverteilung verwendeten Modelle sind in Tab. 8-4 aufgeführt.
Anhang 101
q 3(x
) [µ
m-1
]q 3
(x)
[µm
-1]
Abb. 8-2: Vergleich der LD-Messergebnisse einer Messung (Dyn 116 0,03 % ß-Carotin) mit unterschiedlichen Parametern für n und k (verwendete Modelle siehe Tab. 8-4)
Tab. 8-4: Parameter der Modelle für die Berechnung der Partikelgröße (siehe Abb. 8-2) mittels LD
Modell 1 Modell 2
n (Fluid) n (Probe) k (Probe) n (Fluid) n (Probe) k (Probe)
750 nm 1,335 1,456 0,01 1,335 1,5 0,01
Modell 3 Modell 4
n (Fluid) n (Probe) k (Probe) n (Fluid) n (Probe) k (Probe)
450 nm 1,34 1,53 0 1,34 1,53 0,9
600 nm 1,333 1,51 0 1,333 1,51 0,39
750 nm 1,33 1,5 0 1,33 1,5 0,29
900 nm 1,329 1,5 0 1,329 1,5 0,22
Modell 5
n (Fluid) n (Probe) k (Probe)
450 nm 1,34 1,53 0,1
600 nm 1,333 1,51 0,01
750 nm 1,33 1,5 0,01
900 nm 1,329 1,5 0,01
Anhang 102
Es wird in Abb. 8-2 deutlich, dass je nach gewähltem Auswertungsmodell die berechnete
Partikelgröße stark schwanken kann. Werden für die PIDS-Wellenlängen keine Werte für
Brechungsindex und Imaginärteil angegeben, dann ist die berechnete Partikelgrößen-
verteilung wesentlich kleiner. Modell 1 entspricht dabei dem für die durchgeführten
Messungen genutzten Standardmodell. Wird bei diesem den Brechungsindex der
dispersen Phase geändert (Modell 2), entsteht aus der bimodalen eine trimodale
Verteilung. Dieser Effekt tritt ebenfalls auf, wenn Werte für n und k auch für die PIDS-
Wellenlängen eingetragen werden. Ein deutlicher Einfluss des imaginären
Brechungsindex auf das Messergebnis zeigt sich bei Modell 4. Bei diesem wurden die
gemessenen Werte für k eingetragen, was zu einer deutlichen Zunahme der ermittelten
Partikelgröße führt.
Dies stellt die Anwendbarkeit der LD-Messung vor allem für ß-Carotinhaltige
Formulierungen in Frage, da es durch Absorption des Lichtes zu einer
Ergebnisverfälschung kommt. Auch die Schwankung des Brechungsindex durch die
Erwärmung der Probe kann ein Problem während der Messung darstellen.
Da die durchschnittlichen Partikelgrößen (LD(Mean)), welche mithilfe der Parameter
von Model 1 für die untersuchten Proben berechnet wurden jedoch mit den Werten der
Photonenkorrelationsspektroskopie-Messung vergleichbar sind, scheint der Einfluss des
komplexen Brechungsindex geringer, als vom Messgerät ausgegeben.
A.2 Emulsionsherstellung mit Ultraschall
Die Anwendung von Ultraschall zur Herstellung von SLN/NLC ist vorstellbar, da eine
Temperierung der Durchflusszelle beim Ultraschall möglich ist. Abb. 8-3 zeigt die
Ergebnisse der Herstellung der Emulsion mit Ultraschall.
0
200
400
600
800
1000
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Zyklenzahl
z-A
vera
ge (
PC
S)
[nm
]
35 µm, aus Preemulsion
125 µm, aus Preemulsion
Homogenisator 300 bar
Abb. 8-3: Herstellung der Emulsion mit Ultraschall, Einfluss der Amplitude und der Zyklen-zahl auf die Partikelgröße im Vergleich zur Hochdruckhomogenisierung bei 300 bar
Anhang 103
Dabei wurde der Einfluss der Amplitude und damit der eingebrachten Energie sowie der
Einfluss der Zyklenzahl auf die Partikelgröße untersucht. Bei niedrigem Energieeintrag
(Amplitude 35 µm) ist bereits nach 2 Zyklen eine Partikelgröße < 500 nm erreicht. Bei
Erhöhung des Energieeintrages auf eine Amplitude von 125 µm ist bereits nach einem
Zyklus eine ausreichend kleine Partikelgröße gewährleistet. Diese liegt sogar unter der
Tröpfchengröße von Emulsionen, die bei 300 bar im Hochdruckhomogenisator hergestellt
werden. Allerdings findet im Homogenisator bei fortschreitender Zyklenzahl und
dementsprechender Verweilzeit eine zunehmende Zerkleinerung statt, welche beim
Ultraschall nicht gegeben ist bzw. geringer ausfällt.
A.3 ß-Carotingehalt
Für die Herstellung der Aldo PGHMS SLN zur Bestimmung der ß-Carotinlöslichkeit wurde
das Fett der zweiten Charge verwendet. Im Gegensatz zur ersten Charge kam es hierbei
zur Ausbildung einer wesentlich dunkleren Farbe (siehe Abb. 8-4). Durch das
Zentrifugieren findet bei Formulierungen der zweiten Charge keine Sedimentation von
kristallinem ß-Carotin statt. Die Farbe deutet jedoch auf das Vorhandensein kristalliner
Anteile von ß-Carotin hin. Diese werden, wie bei den anderen Formulierungen auch, nicht
durch photospektrometrische Messungen erfasst. Das Spektrum der Formulierung der
zweiten Charge PGHMS ist ebenfalls um 10 nm bathochrom verschoben (Daten nicht
gezeigt).
Abb. 8-4: von links (a): Emulsion, Dyn 114, Dyn 116, Dyn 118 und Aldo PGHMS SLN hergestellt bei 85°C nach 6. Zentrifugendurchgang u nd (b) Dyn 116, Dyn 118 SLN mit kurzzeitiger Erhitzung des ß-Carotin-Fett-Gemisches auf 120 °C, nach dem 5. Zentrifugendurchgang
Anhang 104
Aus den Farbwerten in Abb. 8-5 kann abgeleitet werden, dass es auch bei der
Formulierung mit Aldo PGHMS zu einem positiven Einfluss der Herstellungstemperatur
auf die molekulare Struktur des ß-Carotins kommt.
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
75 °C 0.Z
80 °C 0.Z
85 °C 0.Z
75 °C 6.Z
80 °C 6.Z
85 °C 6.Z
L* 40,05 40,18 40,41 40,50 41,14 40,39
a* 23,07 21,20 20,40 23,68 21,42 20,34
b* 29,69 30,79 31,66 30,33 32,31 31,19
75 °C 0.Z 80 °C 0.Z 85 °C 0.Z 75 °C 6.Z 80 °C 6.Z 85 °C 6.Z
Abb. 8-5: L*a*b*-Farbwerte für Aldo PGHMS in Abhängigkeit der Temperatur vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation
Mit steigender Temperatur verringert sich der Wert für a* und der b*-Wert steigt, was die
Formulierung weniger rot erscheinen lässt und somit auf größere Anteile molekular
gelösten ß-Carotins hindeutet (Vergleich Kapitel 2.2.2).
In Tab. 8-5 sind die L*a*b*-Farbwerte für die Miglyol 812 Emulsion vor der
Zentrifugation (0.Z) sowie die Werte für Dynasan 116 vor (0.Z) und nach der
Zentrifugation (6.Z) dargestellt, die in Kapitel 4.5.2 keine Erwähnung finden. Die Werte für
Dynasan 118 vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation sind in Tab. 8-6 aufgeführt.
Tab. 8-5: L*a*b*-Farbwerte in Abhängigkeit der Temperatur für Miglyol 812 Emulsion vor (0.Z) sowie für Dynasan 116 SLN vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation
Mig 812
75 °C 0.Z
Mig 812
80 °C 0.Z
Mig 812
85 °C 0.Z
Dyn 116
90 °C O.Z
Dyn 116
120 °C 0.Z
Dyn 116
90 °C 6.Z
Dyn 116
120 °C 6.Z
L* 69,03 69,60 70,43 58,55 57,84 63,29 63,34
a* 14,6 16,00 15,57 21,41 21,65 19,87 20,84
b* 67,18 71,17 74,16 55,88 55,95 64,10 64,51
Bei den Werten für die Emulsion wird deutlich, dass auch hier die Temperatur einen
positiven Einfluss auf die Löslichkeit des ß-Carotins hat. Die niedrigen Werte für a* und
die hohen b*-Werte spiegeln sich auch in Abb. 8-4 wieder, bei der die Emulsion sichtbar
gelber erscheint, als die SLN-Formulierungen. Eine Auswertung der Ergebnisse nach dem
Zentrifugieren ist nicht möglich, da es zum Aufrahmen des Fettes kommt. Die dabei
Anhang 105
entstehende Fettphase enthält ß-Carotin, was die Farb- und Konzentrationsmessung
verfälscht.
Die Herstellungstemperatur von 90 °C bzw. 120 °C (k urzzeitige Erhitzung des
ß-Carotin-Fett-Gemisches auf 120 °C und anschließen de Hochdruckhomogenisierung bei
85 °C) zeigt bei Dynasan 116 keinen Einfluss auf di e Farbe oder ß-Carotinkonzentration
(85 °C: 0,048 g/100g; 90 °C: 0,046 g/100g; 120 °C: 0,046 g/100g). Hier scheint ein
Optimum bei 85 °C erreicht. Eine mögliche Ursache i st in der Kettenlänge zu sehen, da
bei Dyn 118 eine Verbesserung der Farbe und ß-Carotinkonzentration bei 90 °C
(0,059 g/100g) und 120 °C (0,051 g/100g) zu erkenne n ist.
Tab. 8-6: L*a*b*-Farbwerte in Abhängigkeit der Temperatur für Dynasan 118 SLN und NLC vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation
Dyn 118 NLC
85 °C 0.Z
Dyn 118
90 °C 0.Z
Dyn 118
120 °C 0.Z
Dyn 118 NLC
85 °C 6.Z
Dyn 118
90 °C 6.Z
Dyn 118
120 °C 6.Z
L* 63,84 58,66 59,32 68,34 63,18 61,93
a* 20,45 22,18 22,30 19,92 21,99 22,43
b* 62,37 56,69 59,29 69,84 63,18 63,66
Es deutet sich in Tab. 8-6 an, dass die kurzfristige Erhitzung auf 120 °C weniger Einfluss
auf die ß-Carotinlöslichkeit als die Herstellungstemperatur hat. Da es bei den
Formulierungen von Dynasan 118 teilweise zu einer Entstehung größerer Fettpartikel
kommt (siehe Abb. 8-4 b), sind die Ergebnisse nur bedingt auswertbar. Diese Partikel sind
jedoch sehr hell, weswegen davon auszugehen ist, dass sie kaum ß-Carotin enthalten
und daher die Messung der Farb- und Konzentrationswerte weniger stören, als die
Instabilität der Emulsion.
Die Werte für Dyn 118 NLC zeigen, dass es hier durch den Ölanteil (analog der in
Kapitel 6.2.1 beschriebenen ß-Carotinstabilität) zu einer Verbesserung der Farbwerte
(höherer b*-, niedriger a*-Wert) im Vergleich zu SLN kommt. Die Werte der reinen
Emulsion werden jedoch nicht erreicht. Dafür ist die Stabilität der NLC im Vergleich zur
reinen Emulsion verbessert. Während es bei der Emulsion zur Koagulation der
Fetttröpfchen nach dem Zentrifugieren kommt, ist der Anteil flüssigen Lipids in bzw. an
den Triglycerid-Plättchen der Dynasan 118 NLC vor Koagulation geschützt.
A.4 Gefriertrocknungsergebnisse Aldo zweiten Charge
Wie bereits für Aldo PGHMS SLN der ersten Charge beschrieben, kommt es bei PGHMS
Formulierungen mit steigendem Saccharosegehalt in der dispersen Phase wie auch durch
Verdünnung zu einer Abnahme der Stabilität. Die Ergebnisse der Partikelgrößenmessung
Anhang 106
(PCS) von SLN und NLC, die mit der zweiten Charge PGHMS hergestellt wurden, sind in
Abb. 8-6 aufgeführt.
0 200 400 600 800 1000 1200
PGMS2 SLN ohne Sacch.unverdünnt
PGMS2 SLN ohne Sacch.1:10 verdünnt
PGMS2 SLN ohne Sacch.1:10 Saccharoselösung
PGMS2 NLC ohne Sacch.Saccharose, unverdünnt
PGMS2 NLC ohne Sacch.1:10 Saccharoselösung
z-Average (PCS) [nm]
Redispersion (1 % Fett) nach US
Ausgangsformulierung
Abb. 8-6: Partikelgröße (PCS) der Formulierung von PGHMS (zweite Charge) als SLN und NLC vor der Gefriertrocknung und nach der Redispergierung mit Ultraschall
In Abb. 8-6 wird der destabilisierende Einfluss der Verdünnung auch für die zweite Charge
PGHMS deutlich. Der Einfluss der Saccharose ist hier allerdings nicht festzustellen. Im
Widerspruch zu den anderen Ergebnissen zeigt die SLN Formulierung ohne Saccharose,
welche mit Saccharoselösung verdünnt wurde, die beste Redispergierung. Eine
Interpretation der Ergebnisse ist für PGHMS nicht möglich und bedarf weiterer
Untersuchungen.
Formelzeichen und Abkürzungen 107
Formelzeichen und Abkürzungen
Lateinische Buchstaben
c Massenkonzentration [g/l]
c0 ß-Carotinkonzentration nach der Herstellung [% g/g]
d Durchmesser [m]
dh hydrodynamischer Durchmesser [m]
d(3,2) Sauterdurchmesser [m]
D Diffusionskoeffizient [m²/s]
E Extinktion [-]
EV Energiedichte [J/m³]
HS Schmelzenthalpie [kJ/kg]
I Lichtintensität [-]
k Imaginärteil des Brechungsindex [-]
L Schichtdicke [m]
LD(Mean) Durchschnittliche Partikelgröße (volumenbezogen) ermittelt mit
Laserdiffraktometrie
[m]
LD(99%) Partikelgröße, unter der 99% der Teilchen (volumenbezogen) liegen [m]
m Komplexer Brechungsindex [-]
n Realteil des Brechungsindex [-]
pr Sättigungsdampfdruck über dem Partikel [Pa]
p0 Sättigungsdampfdruck über einer ebenen Fläche [Pa]
P̄V mittlere volumenbezogene Leistungsdichte [N/m²]
R Gaskonstante [J/kgK]
Sr Löslichkeit des Partikels mit dem Radius r [g/l]
S0 Löslichkeit eines großen Partikels [g/l]
q3(x) differentielle Volumenverteilung [1/m]
r Partikelradius [m]
t̄ V mittlere Verweilzeit [s]
T Temperatur [°C]
TS Schmelztemperatur des Partikels [°C]
TS,0 Schmelztemperatur des Bulk-Materials [°C]
V molares Volumen des Partikels [m³/mol]
VS spezifisches Volumen [m³/kg]
Formelzeichen und Abkürzungen 108
z-Average
(PCS)
mittlerer hydrodynamischer Durchmesser der PCS-Messung [m]
% (Masse) Massenprozent [g/100g]
Griechische Buchstaben
α Molarer Absorptionskoeffizient [1/cm]
γ Grenzflächenspannung [N/m]
ε Molarer dekadischer Extinktionskoeffizient [l/mol·cm]
λ Wellenlänge des Lichtes [nm]
η Viskosität des Dispersionsmittels [Ns/m²]
ηd Viskosität der dispersen Phase [Ns/m²]
ρ Dichte [g/m³]
ν spezifisches Brechungsinkrement [ml/g]
Indizes
0 Ausgangszustand
1 Dispersionsmedium
Abkürzungen
ATBC Alpha Tocopherol, Beta-carotene Cancer Prevention
BfR Bundesinstitut für Risikobewertung
CARET Beta-Carotene and Retinol Efficiency Trail
CMC Kritische Mizellbildungskonzentration
DSC Differential Scanning Calorimetry
Dyn 114 Dynasan 114 (Trimyristin)
Dyn 116 Dynasan 116 (Tripalmitin)
Dyn 118 Dynasan 118 (Tristearin)
FS Fettsäure
HLB hydrophil-lipophile Balance
k. A. keine Angabe
KS Kühlschrank (Temperatur 4-8 °C)
LD Laserdiffraktometrie
NLC Nanostructured Lipid Carrier
Formelzeichen und Abkürzungen 109
Mig 812 Miglyol 812 (middle chain triglyceride-Öl)
O/W Öl-in-Wasser
PCS Photonenkorrelationsspektroskopie
PGHMS/
PGMS
Aldo Propylenglycol-high-monostearat
PdI Polydispersitätsindex
PIT Phaseninversionstemperatur
ppm parts per million
RT Raumtemperatur (ungefähr 20 °C)
Sacch. Saccharose
SLN Solid Lipid Nanoparticle
TEM Transmissionselektronenmikroskopie
0.Z. vor dem Zentrifugieren
1.Z…6.Z erster bzw. letzter Zentrifugendurchgang
Operatoren
d Differenz
∫ ∂x Differential
¯ Mittelwert
∝ proportional
∑ Summe
Konstanten
kB Boltzmannkonstante 1,38066·10−23 J/K
Abbildungsverzeichnis 110
Abbildungsverzeichnis Abb. 2-1: Stabilisierung der Emulsion nach dem Tropfenaufbruch und mögliche
Destabilisierung während der Lagerung.........................................................................6
Abb. 2-2: Strukturformel von Polyoxyethylen(20)sorbitanmonooleat (Tween 80) ..........................9
Abb. 2-3: Temperaturabhängiges Verhalten von Dreikomponentensystemen aus Wasser, Öl
und ethoxyliertem O/W Emulgator (a) unterhalb, (b) an der
Phaseninversionstemperatur (PIT) und (c) oberhalb der PIT [HERZFELD 1999] .............9
Abb. 2-4: PIT von Emulsionen aus Wasser und flüssigem Paraffin mit 2 % (Masse) Tween
80 (n), Einfluss der Oxyethylen-Gruppen (n) [SCHICK 1987] ........................................10
Abb. 2-5: Homogenisierdüse (a) Flachventil und (b) konische Flachdüse...................................13
Abb. 2-6: Modellvorstellungen der Partikelform von SLN und NLC .............................................19
Abb. 2-7: Struktur von all-trans-ß-Carotin ....................................................................................26
Abb. 2-8: UV/Vis-Absorptionsspektren von ß-Carotin (Konzentration 5ppm), Einfluss von
Aggregationsstruktur und Teilchengröße im Vergleich mit der molekularen Lösung
in n-Hexan [Horn, Rieger 2001] ....................................................................................29
Abb. 3-1:. ß-Carotin (Fluca) in Dynasan 116 vor (a) und nach (b) Ultraschallbehandlung ...........42
Abb. 3-2: Herstellung der SLN/NLC mittels Hochdruckhomogenisation......................................43
Abb. 3-3: Zetapotential von PGHMS SLN in Abhängigkeit des Emulgatorgehaltes ....................45
Abb. 3-4: Darstellung der Farbe im L*a*b*-Farbsystem...............................................................46
Abb. 4-1: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von Miglyol 812
Emulsionen (ohne ß-Carotin)........................................................................................49
Abb. 4-2: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von Dynasan 116 SLN
(ohne ß-Carotin) ...........................................................................................................50
Abb. 4-3: Einfluss des Emulgatorgehaltes auf die Partikelgröße (LD) von PGHMS SLN ohne
ß-Carotin (1. Charge)....................................................................................................51
Abb. 4-4: Einfluss von Druck und Zyklenzahl auf die Partikelgröße von Miglyol 812
Emulsionen (ohne ß-Carotin)........................................................................................53
Abb. 4-5: Einfluss des Emulgatorgehaltes (a: 3 %, b: 5 % bzw. 6 %), des Druckes und der
Zyklenzahl auf die Partikelgröße von Dynasan 116 SLN (ohne ß-Carotin)..................54
Abb. 4-6: Einfluss der Emulgatorkonzentration auf das Ergebnis der Partikelzerkleinerung
von Dyn 116 (ohne ß-Carotin) ......................................................................................54
Abb. 4-7: Einfluss von Druck und Zyklenzahl auf die Partikelgröße von PGHMS SLN (ohne
ß-Carotin) hergestellt mit 1 % Tween 80 ......................................................................56
Abb. 4-8: Einfluss der Herstellungstemperatur auf das Homogenisierergebnis von Dynasan
116 SLN (ohne ß-Carotin) bei 500 bar .........................................................................57
Abb. 4-9: Einfluss der Herstellungstemperatur und der FS-Kettenlänge auf die Partikelgröße
(PCS) von ß-Carotinbeladenen SLN im Vergleich zu einer Mig 812-Emulsion............58
Abb. 4-10: Cryo-TEM-Aufnahemen von PGMS NLC hergestellt mit (a) 1 Zyklus bei 500 bar
und (b) 7 Zyklen bei 1500 bar [GRAMDORF et al. 2008] ................................................61
Abbildungsverzeichnis 111
Abb. 4-11: Spektren der SLN-Formulierungen mit Dynasan 116 und unterschiedlichen ß-
Carotingehalten verdünnt auf 3,5 ppm ß-Carotin im Vergleich zur molekularen
Lösung in n-Hexan........................................................................................................63
Abb. 4-12: Spektren der SLN-Formulierungen in Abhängigkeit des Fettes und der
Herstellungstemperatur sowie NLC verdünnt auf 3,5 ppm ß-Carotin im Vergleich
zur molekularen Lösung in n-Hexan.............................................................................63
Abb. 4-13: Differenzspektren der SLN-Formulierungen und Emulsion mit ß-Carotin im
Vergleich zur molekularen Lösung in n-Hexan.............................................................64
Abb. 4-14: L*a*b* Farbwerte vor dem Zentrifugieren (0.Z) und nach dem Zentrifugieren (6.Z)
von Dyn118, Dyn116 und Dyn114 SLN in Abhängigkeit der Herstellungstemperatur ..66
Abb. 4-15: Einfluss der Herstellungstemperatur und des Fettes auf die ß-Carotinbeladung.........67
Abb. 5-1: Volumenverteilung des Partikeldurchmessers von Dyn116 SLN in Abhängigkeit der
Lagertemperatur und -dauer.........................................................................................70
Abb. 5-2: Einfluss von Lagertemperatur und Emulgatorgehalt auf die Partikelgröße von
PGMS NLC (0,035 % ß-Carotin) ..................................................................................71
Abb. 5-3: Einfluss des Emulgatorgehalts auf die Partikelgröße von PGMS SLN (ohne ß-
Carotin) .........................................................................................................................72
Abb. 5-4: Umwandlung der Partikelgrößenverteilung von PGMS NLC (0,035 % ß-Carotin)
während der Lagerung bei 7 °C...................... ..............................................................73
Abb. 5-5: Einfluss der Lagertemperatur auf die Partikelgröße von PGHMS NLC (0,035 % ß-
Carotin) mit und ohne α-Tocopherol .............................................................................73
Abb. 5-6: Partikelgröße der Ausgangsformulierungen von Dyn 118 und der redispergierten
Proben nach der Sprühtrocknung, Einfluss von Saccharose als Hilfsstoff...................75
Abb. 5-7: Partikelgröße (PCS) von Dyn 118 NLC und Dyn 116 SLN vor der Sprühtrocknung
und nach der Redispergierung des pulverförmigen Produktes ....................................76
Abb. 5-8: TEM-Aufnahme sprühgetrockneter Dynasan 118 SLN (ohne ß-Carotin) 1:10
verdünnt ohne Saccharose, 2500fache Vergrößerung.................................................78
Abb. 5-9: Partikelgröße (PCS) der Ausgangsformulierungen von Dyn 118 SLN mit und ohne
Saccharose sowie der redispergierten Proben nach der Gefriertrocknung .................79
Abb. 5-10: Partikelgröße (PCS) der Dynasan 114 Ausgangsformulierung und der
redispergierten Formulierung nach der Gefriertrocknung ............................................80
Abb. 5-11: TEM-Aufnahme gefriergetrockneter PGHMS NLC 1:10 verdünnt mit Saccharose,
2500fache Vergrößerung ..............................................................................................81
Abb. 5-12: TEM-Aufnahme von Aldo PGHMS SLN 1:10 mit Saccharose, 2500fache
Vergrößerung................................................................................................................81
Abb. 5-13: gefriergetrocknete Dynasan 118 NLC ohne Saccharose unverdünnt, 2500fache
Vergrößerung................................................................................................................82
Abb. 5-14: Schmelztemperaturen von Dynasan 118 Formulierung, gefriergetrockneter Probe
und redispergierter sprühgetrockneter Probe...............................................................83
Abb. 5-15: Schmelzkurven von Dyn 114 SLN in Formulierung, gefriergetrocknet und
redispergiert ..................................................................................................................84
Abbildungsverzeichnis 112
Abb. 6-1: Vergleich der Spektren des ß-Carotins in Hexan vor (oben) und nach (unten) der
Formulierung.................................................................................................................85
Abb. 6-2: Vergleich der ß-Carotinstabilität von SLN, NLC und Emulsion ....................................87
Abb. 6-3: Einfluss von Sauerstoff auf die Stabilität von SLN und Emulsion.................................88
Abb. 6-4: Einfluss von α-Tocopherol auf die ß-Carotinstabilität von Aldo PGHMS NLC
(0,045 % ß-Carotin) in Formulierung und Verdünnung (1:33) ......................................88
Abb. 6-5: ß-Carotinstabilität verdünnter Formulierungen dunkel gelagert, Einfluss des Lipids
und der Lagertemperatur ..............................................................................................89
Abb. 6-6: ß-Carotinstabilität von PGHMS NLC in Abhängigkeit der Herstellungsparameter.......90
Abb. 7-1: Partikelgröße von NLC Formulierungen im Vergleich zu einer Emulsion in
Getränken .....................................................................................................................92
Abb. 7-2: Partikelgröße von Emulsion, SLN und NLC in Sprite ...................................................93
Abb. 8-1: Einfluss von Wellenlänge, Fettart und ß-Carotin auf den Brechungsindex von
SLN/NLC-Formulierungen bei 20 °C ................... .........................................................98
Abb. 8-2: Vergleich der LD-Messergebnisse einer Messung (Dyn 116 0,03 % ß-Carotin) mit
unterschiedlichen Parametern für n und k (verwendete Modelle siehe Tab. 8-4) ......101
Abb. 8-3: Herstellung der Emulsion mit Ultraschall, Einfluss der Amplitude und der
Zyklenzahl auf die Partikelgröße im Vergleich zur Hochdruckhomogenisierung bei
300 bar........................................................................................................................102
Abb. 8-4: von links (a): Emulsion, Dyn 114, Dyn 116, Dyn 118 und Aldo PGHMS SLN
hergestellt bei 85°C nach 6. Zentrifugendurchgang u nd (b) Dyn 116, Dyn 118 SLN
mit kurzzeitiger Erhitzung des ß-Carotin-Fett-Gemisches auf 120 °C, nach dem 5.
Zentrifugendurchgang.................................................................................................103
Abb. 8-5: L*a*b*-Farbwerte für Aldo PGHMS in Abhängigkeit der Temperatur vor (0.Z) und
nach (6.Z) der Zentrifugation ......................................................................................104
Abb. 8-6: Partikelgröße (PCS) der Formulierung von PGHMS (zweite Charge) als SLN und
NLC vor der Gefriertrocknung und nach der Redispergierung mit Ultraschall ...........106
Tabellenverzeichnis 113
Tabellenverzeichnis Tab. 2-1: Vor- und Nachteile mechanischer Herstellungsverfahren [BUNJES, Siekmann 2006,
Schubert 2005, Mehnert, Mäder 2001, Schuchmann, Danner 2004]...........................11
Tab. 2-2: Vor- und Nachteile nichtmechanischer Herstellungsverfahren [BUNJES, Siekmann
2006, Schubert 2005, Mehnert, Mäder 2001, Schuchmann, Danner 2004].................12
Tab. 2-3: Schmelzpunkte der Kristallformen von Triglyceriden [GARTI, SATO 1988] ....................21
Tab. 2-4: Vor- und Nachteile unterschiedlicher Formulierungen lipophiler Wertstoffe
[MÜLLER, WISSING 2003, MEHNERT, MÄDER 2001] .........................................................38
Tab. 3-1: Schmelzpunkte und Viskositäten der Fette Trimyristin, Tripalmitin und Tristeatrin ......40
Tab. 3-2: Chargenabhängige Zusammensetzung und Eigenschaften von Aldo PGHMS ...........41
Tab. 3-3: Inhaltstoffe und pH-Wert der für die Stabilitätsuntersuchungen verwendeten
Getränke .......................................................................................................................42
Tab. 4-1: Vergleich der Partikelgrößenbestimmung von LD und PCS für PGHMS SLN und
NLC Formulierungen ....................................................................................................52
Tab. 4-2: Vergleich der gemessenen Partikelgrößen in Abhängigkeit von
Emulgatorkonzentration und Energieeintrag ................................................................55
Tab. 4-3: Einfluss der Abkühlgeschwindigkeit und Temperatur des Glases auf die
Partikelgröße von Aldo PGHMS ...................................................................................59
Tab. 4-4: Einfluss der Abkühlgeschwindigkeit und Temperatur des Glases auf die Partikel
größe von Dynasan 116 SLN........................................................................................60
Tab. 4-5: Partikelgröße und ß-Carotingehalt der Dyn 116 SLN und PGMS SLN/NLC
Formulierungen.............................................................................................................62
Tab. 5-1: Langzeitstabilität von Dynasan 116 SLN in Abhängigkeit der
Emulgatorkonzentration, der Zyklenzahl und des Druckes bei der Herstellung,
Lagertemperatur 7 °C ............................... ....................................................................70
Tab. 5-2: Partikelgrößen (z-Average (PCS)) nach der Redispergierung von Aldo PGHMS
SLN der 1. Charge........................................................................................................80
Tab. 8-1: Experimentell ermittelte Imaginärteile k des Brechungsindex in Abhängigkeit der
Wellenlänge und der ß-Carotinbeladung......................................................................99
Tab. 8-2: Überblick imaginärer Brechungsindizes in Abhängigkeit des zu untersuchenden
Materials [MÜLLER, SCHUHMANN 1996]........................................................................100
Tab. 8-3: Imaginärteil des Brechungsindex von ß-Carotin bei 450 nm in Abhängigkeit der
Konzentration..............................................................................................................100
Tab. 8-4: Parameter der Modelle für die Berechnung der Partikelgröße (siehe Abb. 8-2)
mittels LD....................................................................................................................101
Tab. 8-5: L*a*b*-Farbwerte in Abhängigkeit der Temperatur für Miglyol 812 Emulsion vor
(0.Z) sowie für Dynasan 116 SLN vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation ..........104
Tab. 8-6: L*a*b*-Farbwerte in Abhängigkeit der Temperatur für Dynasan 118 SLN und NLC
vor (0.Z) und nach (6.Z) der Zentrifugation ................................................................105
Literaturverzeichnis 114
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